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Guide technique pour l'étude de suivi des effets sur l’environnement des mines de métaux

Objet du guide

(PDF; 587 Mo)

En 1996, Environnement Canada a entrepris une évaluation des effets de l’exploitation minière sur le milieu aquatique au Canada (AQUAMIN, 19961), qui a fourni des recommandations relativement à l'examen et aux modifications du Règlement sur les effluents liquides des mines de métaux (actuellement intitulé Règlement sur les effluents des mines de métaux [REMM]) et à l’élaboration d’un programme national de suivi des effets sur l'environnement pour les mines de métaux. Le REMM, en vertu de la Loi sur les pêches, oblige les mines de métaux à mener des études de suivi des effets sur l'environnement comme condition régissant l’autorisation de rejeter un effluent (REMM, partie 2, article 7). L'étude de suivi des effets sur l'environnement (ESEE) est un outil scientifique de mesure du rendement qui permet d'évaluer la pertinence du règlement. Bien que le présent document d'orientation ne soit pas un document juridique, il vise à fournir une orientation aux mines leur permettant de respecter les exigences applicables à l'ESEE et de mener des études à cet égard. Pour ce qui est des exigences réglementaires applicables à l'ESEE, veuillez vous reporter à l'article 7, annexe 5 du REMM. Le présent document d'orientation remplace la version publiée en 2002.

1. AQUAMIN. 1996. Évaluation des effets de l’exploitation minière sur le milieu aquatique au Canada. Environnement Canada – rapport disponible sur demande par courriel à EEM-ESEE@ec.gc.ca

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Liste des acronymes

AAS : spectrométrie d'absorption atomique

ACLAE : Association canadienne des laboratoires d'analyse environnementale

ACR : approche des conditions de référence

AES : spectrométrie à électrons Auger

ANCOVA : analyse de la covariance

ANOVA : analyse de la variance

APHA : American Public Health Association

AQ/CQ : assurance de la qualité/contrôle de la qualité

AQUAMIN : Évaluation des effets de l’exploitation minière sur le milieu aquatique au Canada

ASPT : Average Score Per Taxon (score moyen par taxon)

ASTM : American Society for Testing and Materials

ATA : Atelier sur la toxicité aquatique

ATK : azote total Kjeldahl

AVS : sulfures volatiles

AWWA : American Water Works Association

BACI : avant-après–contrôle-impact (before/after-control/impact)

BAR : BAR Environmental Inc.

B-C Index : indice de Bray-Curtis

BEAK : Beak International Inc.

BMWP : biological monitoring working party (groupe de travail sur la surveillance biologique)

BPL : bonnes pratiques de laboratoire

CALA : Canadian Association for Laboratory Accreditation (Association canadienne pour la reconnaissance officielle des laboratoires)

CBR : critical body residues (résidus corporels critiques)

CCME : Conseil canadien des ministres de l'environnement

CE25 : concentration effective 25 %

CE50 : concentration effective 50 %

CETTP : Complex Effluent Toxicity Testing Program

CFG : chromatographie de filtration de gel

CG : chromatographie en phase gazeuse

C-I : contrôle-impact

CI25 : concentration inhibitrice 25 %

CI50 : concentration inhibitrice 50 %

C-IM : contrôle-impact multiple

CIRC : Centre international de recherche sur le cancer

CL50 : concentration létale 50 %

CLHP : chromatographie liquide à haute performance

CLP : comité de liaison avec le public

COD : carbone organique dissous

COSEPAC : Comité sur la situation des espèces en péril au Canada

COT : carbone organique total

CP : champ proche

CPUE : captures par unité d'effort

CRSNG : Conseil de recherches en sciences naturelles et en génie

CVAAS : spectrométrie d'absorption atomique à vapeur froide

CVAFS : spectrométrie de fluorescence atomique à vapeur froide

CVE : composante valorisée de l'écosystème

d.l. : degrés de liberté

DDW : eau doublement distillée

DGT : gradient de diffusion en couche mince

DI : diamètre intérieur

EBRN : Étude sur les bassins des rivières du Nord

EC : Environnement Canada

EDA : analyses dirigées par les bioessais

EDTA : acide éthylènediaminetétracétique

EFPP : effluent d'une fabrique de pâtes et papiers

EGU : effluent d'égouts urbains

ELAP : Environmental Laboratory Approval Program

ELS : extraction liquide-solide

EMM : effluent d'une mine de métaux

EP : élément de preuve

EQM : erreur quadratique moyenne

ESEE : étude de suivi des effets sur l'environnement

ESG : ESG International Inc.

ET : écart-type

exp. : exposition

exp. éloi. : zone exposée éloignée

FAG : flux alcalin global

GFAAS : spectrophotométrie d'absorption atomique en four de graphite

GIME : mini-électrode intégrée dans le gel

GM : gradient multiple

GPS : Système mondial de localisation

GR : gradient radial

GS : gradient simple

HALW : eau de laboratoire à dureté ajustée

HFPLM : perméation liquide par membrane à fibres creuses

ICP-AES : spectrométrie d'émission atomique

ICP-MS : spectrométrie de masse à source à plasma inductif 

IGS : indice gonadosomatique

IHS : indice hépatosomatique

IMW : Initiative minière de Whitehorse

INAA : analyse par activation neutronique instrumentale

INRS : Institut national de la recherche scientifique

IRST : Initiative de recherche sur les substances toxiques

ISM : indice somatique mantélique

ISO/CEI : Organisation internationale de normalisation/Commission électrotechnique internationale

JA : jeunes de l'année

L.D. : limite de détection

LB : ligand biotique

LDM : limite de détection de la méthode

LIA : limite inférieure d’avertissement

LIC : limite inférieure de contrôle

LPL : niveau pratique le plus bas

LSA : limite supérieure d’avertissement

LSC : limite supérieure de contrôle

MDDEP : ministère du Développement durable, de l’Environnement et des Parcs du Québec

MEB : microscopie électronique à balayage

MEO : ministère de l'Environnement de l'Ontario

MES : métaux extraits simultanément

MG-CI25 : moyenne géométrique de la CI25

MLB : modèle du ligand biotique

MON : matière organique naturelle

MRE : matériau de référence étalon

MRX : microanalyse aux rayons X

MT : métallothionéine

NABS : North American Benthological Society

NAMC : North American Metals Council

OCDE : Organisation de coopération et de développement économiques

OFM : oxygénase à fonction mixte

OMS : Organisation mondiale de la Santé

OQD : objectifs de qualité des données

PAF : Plan d'action du Fraser

PHAE : poids humide de l'animal entier

PRF : point de rejet final

Programme AETE : Programme d'évaluation des techniques de mesure d'impact en milieu aquatique

R2 : coefficient de variation

RCBA : Réseau canadien de biosurveillance aquatique

RDC : recherche des causes

RDS : recherche de solutions

réf. : référence

REFPP : Règlement sur les effluents des fabriques de pâtes et papiers

REMM : Règlement sur les effluents des mines de métaux

RQE : recommandations pour la qualité de l'eau

SC : sommes des carrés

SCE : seuil critique d'effet

SETAC : Society of Environmental Toxicology and Chemistry

SGIL : système de gestion de l'information des laboratoires

SHC : saumure hautement concentrée

SIMS : spectrométrie de masse à émission ionique secondaire

SITDR : Système informatique de transmission de données réglementaires

SM : spectrométrie de masse

SOP : procédure normalisée d'exploitation

SPE : Service de la protection de l'environnement d'Environnement Canada

TIE : évaluation de données sur la toxicité

TIE : évaluation de la réduction de la toxicité

TL25 : temps létal 25 %

TL50 : temps létal 50 %

TQS : triade sur la qualité des sédiments

TRT : taux de rejet toxique

UE : Union européenne

USEPA : Environmental Protection Agency des États-Unis

UV : ultraviolet

V : variance

WEF : Water Environment Federation

XAFS : spectrométrie à fluorescence X

XPS : spectroscopie de photoélectrons XPS

XRF : fluorescence X

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Table des matières

Liste des acronymes

Chapitre 1 : Aperçu du Programme d’études de suivi des effets sur l’environnement des mines de métaux

Chapitre 2 : Plan d’étude, caractérisation du site et programme général d’assurance et de contrôle de la qualité

Chapitre 3 : Effets sur le poisson et les ressources halieutiques

Chapitre 4 : Effets sur l’habitat du poisson : étude de la communauté d'invertébrés benthiques

Chapitre 5 : Caractérisation de l’effluent et suivi de la qualité de l’eau

Chapitre 6 : Essais de toxicité sublétale

Chapitre 7 : Suivi des sédiments

Chapitre 8 : évaluation et interprétation des données

Chapitre 9 : Autres méthodes de suivi

Chapitre 10 : Gestion de l'information et rapports d'interprétation

Chapitre 11 : Participation du public aux ESEE des mines des métaux

Chapitre 12 : Recherche des causes

Chapitre 13 : Rapport sur les données historiques


Avertissement

Le présent document vise à fournir une orientation aux mines sur la façon de répondre aux exigences réglementaires de l'étude de suivi des effets sur l'environnement dans le cadre du Règlement sur les effluents des mines de métaux. Il ne s'agit pas d'une interprétation juridique du Règlement. Pour ce qui est du Règlement, veuillez le consulter ici.

Remerciements

Le Bureau national des études de suivi des effets sur l'environnement souhaite remercier les nombreuses personnes qui ont contribué à la mise à jour du présent document d'orientation technique. Son contenu a été sensiblement amélioré grâce à la contribution des membres de l’Équipe nationale des études de suivi des effets sur l’environnement et du Comité scientifique. La qualité du document a été nettement améliorée grâce au travail de l’équipe de révision d’Environnement Canada et des membres du Bureau national des études de suivi des effets sur l’environnement.

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Chapitre 1

1. Aperçu du Programme d'études de suivi des effets sur l'environnement des mines de métaux

1.1 Objet du guide

1.2 Règlement sur les effluents des mines de métaux

1.3 Description des études de suivi des effets sur l'environnement

1.4 Étapes de déroulement et de compte rendu d'une étude de suivi des effets sur l'environnement

1.5 Mines fermées reconnues

1.6 Détermination d'un cheminement dans le Programme d’études de suivi des effets sur l'environnement des mines de métaux

1.7 Références

Liste des tableaux

Liste des figures


1. Aperçu du Programme d'études de suivi des effets sur l'environnement des mines de métaux

1.1 Objet du guide

En 1996, Environnement Canada a entrepris une évaluation des effets de l’exploitation minière sur le milieu aquatique au Canada (AQUAMIN, 19961), qui a fourni des recommandations relativement à l'examen et aux modifications du Règlement sur les effluents liquides des mines de métaux (actuellement intitulé Règlement sur les effluents des mines de métaux [REMM]) et à l’élaboration d’un programme national de suivi des effets sur l'environnement pour les mines de métaux. Le REMM, en vertu de la Loi sur les pêches, oblige les mines de métaux à mener des études de suivi des effets sur l'environnement comme condition régissant l’autorisation de rejeter un effluent (REMM, partie 2, article 7). L'étude de suivi des effets sur l'environnement (ESEE) est un outil scientifique de mesure du rendement qui permet d'évaluer la pertinence du règlement. Bien que le présent document d'orientation ne soit pas un document juridique, il vise à fournir une orientation aux mines leur permettant de respecter les exigences applicables à l'ESEE et de mener des études à cet égard. Pour ce qui est des exigences réglementaires applicables à l'ESEE, veuillez vous reporter à l'article 7, annexe 5 du REMM, qui se trouve sur le site Web. Le présent document d'orientation remplace la version publiée en 2002.

Il est prescrit, dans le REMM, que des ESEE soient réalisées selon des méthodes documentées et validées, et que leurs résultats soient évalués et présentés conformément aux normes généralement reconnues régissant les bonnes pratiques scientifiques (REMM, partie 2, paragraphe 7(3)). Les méthodes recommandées dans le présent document d'orientation s'appuient sur les normes généralement reconnues régissant les bonnes pratiques scientifiques et elles tiennent compte des améliorations découlant de l'expérience acquise dans l'exécution du programme, des recommandations de groupes de travail multidisciplinaires et des initiatives de recherche externes pour répondre aux besoins relatifs aux ESEE. De même, l'Équipe d'examen de l’ESEE des mines de métaux, qui comprenait un groupe d'experts du gouvernement, de l'industrie et des groupes environnementaux et autochtones, a été mise sur pied par Environnement Canada dans le but d'examiner les expériences et les résultats du Programme d'ESEE à partir de la première phase d'ESEE des mines de métaux et de fournir des recommandations à l'intention d'Environnement Canada visant à améliorer le programme. Le rapport final, intitulé Rapport de l’Équipe d’examen de l’Étude de suivi des effets sur l’environnement des mines de métaux (août 2007), est disponible sur le site Web de l’ESEE : www.ec.gc.ca/eem. Ce document reflète également les changements relatifs aux exigences applicables à l’ESEE établis par les modifications apportées en 2006 et en 2012 au REMM.

Il est important de faire remarquer que les méthodes présentées dans ce document d'orientation ne constituent pas une liste exhaustive des moyens possibles de mener une ESEE. Il est tenu pour acquis que chaque directeur d'étude possède les connaissances nécessaires pour appliquer ces recommandations en s'appuyant sur les normes généralement reconnues régissant les bonnes pratiques scientifiques, et qu'il doit être capable de déterminer les conditions particulières justifiant la modification des plans d'étude génériques tout en assurant le respect des exigences réglementaires. Pour consulter l'analyse scientifique sur des principes scientifiques éprouvés, consultez le chapitre 12 sur la recherche des causes. On encourage les mines à communiquer avec les coordonnateurs régionaux2 des ESEE d'Environnement Canada pour les questions relatives à l'ESEE.

Ce premier chapitre fournit un aperçu du Programme d'ESEE des mines de métaux, y compris un arbre décisionnel pour aider les mines à choisir le cheminement approprié, selon leur propre situation, au fur et à mesure de leur avancement dans le Programme d'ESEE. Des renseignements et des documents supplémentaires sont disponibles sur le site Web de l'ESEE.

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1.2 Règlement sur les effluents des mines de métaux

Le REMM autorise les mines à rejeter leurs effluents si leur pH est compris dans un intervalle défini, si les concentrations de substances nocives indiquées dans le REMM contenues dans les effluents ne dépassent pas les limites autorisées, et s'il est prouvé que les effluents n'entraînent pas la mort (létalité aigüe) de la truite arc-en-ciel. Ces limites de rejet ont été établies comme normes nationales minimum en s'appuyant sur les technologies les plus rentables au moment de la promulgation du REMM. Afin de déterminer la pertinence de la réglementation sur les effluents visant à protéger le milieu aquatique, le REMM inclut les exigences applicables à l'ESEE pour évaluer les effets potentiels des effluents sur les poissons, sur leur habitat et sur l'exploitation des ressources halieutiques.

Le Règlement modifiant le Règlement sur les effluents des mines de métaux a été publié dans la Partie II de la Gazette du Canada, en octobre 2006. Le but de ces modifications était de clarifier les exigences réglementaires en traitant les questions liées à l’interprétation et à la clarté du texte réglementaire, qui sont survenues lors de la mise en œuvre du règlement. Des modifications supplémentaires ont également été apportées ultérieurement à plusieurs reprises; toutefois, celles-ci ne concernent pas les exigences applicables à l'ESEE.

D'autres modifications au REMM ont été publiées dans la Partie II de la Gazette du Canada, en février 2012. Les changements suivants ont été apportés afin d'améliorer les dispositions relatives à l'ESEE du REMM :

  • La définition d'un « effet sur les tissus de poissons » a été modifiée afin d'être conforme aux lignes directrices de Santé Canada sur la consommation de poissons et pour préciser que la concentration totale en mercure contenue dans les tissus de poissons de la zone exposée doit être statistiquement différente de celle contenue dans les tissus de poissons de la zone de référence et plus élevée que cette dernière;
  • ajout de « sélénium » et « conductivité électrique » à la liste des paramètres requis pour la caractérisation de l'effluent et la surveillance de la qualité de l'eau;
  • exemption pour les mines, autres que les mines d'uranium, du suivi du radium 226 dans le cadre de la surveillance de la qualité de l'eau, si les résultats de dix essais consécutifs montrent que les concentrations de radium 226 sont inférieures à 10 % de la concentration moyenne mensuelle autorisée (voir le paragraphe 13(2) du règlement);
  • modification des délais de présentation des rapports d’interprétation pour les mines qui ont des effets sur la population de poissons, sur les tissus de poissons et sur la communauté d'invertébrés benthiques, de 24 à 36 mois;
  • modification des délais de présentation des rapports d’interprétation pour l'ampleur et la portée géographique des effets et pour la recherche des causes des effets, de 24 à 36 mois;
  • changements mineurs de formulation afin d'assurer la cohérence de l'annexe 5.

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1.3 Description des études de suivi des effets sur l'environnement

Les études de suivi des effets sur l'environnement (ESEE) sont planifiées pour détecter et mesurer les changements dans les écosystèmes aquatiques (c'est-à-dire, les milieux récepteurs). Le Programme d'ESEE pour les mines de métaux est un système itératif comportant des phases de suivi et d'interprétation, qui sert à déterminer l'efficacité des mesures de gestion environnementale par l'évaluation des effets des effluents sur les poissons, sur leur habitat et sur l'exploitation des ressources halieutiques par les humains.

L'ESEE va au-delà d'une simple mesure au point de rejet des concentrations de produits chimiques dans les effluents et vise à examiner directement l'efficacité des mesures de protection de l'environnement dans les écosystèmes aquatiques. Les effets à long terme sont évalués au cours de phases cycliques de suivi et d'interprétation qui sont planifiées pour examiner les impacts sur les mêmes paramètres aux mêmes emplacements. De cette manière, on obtient à la fois une caractérisation spatiale et temporelle des effets possibles pour évaluer les changements survenus dans les milieux récepteurs.

Les ESEE consistent en ce qui suit :

  • des études de suivi de l'effluent et de la qualité de l'eau comprenant une caractérisation de l'effluent, des essais de toxicité sublétale et un suivi de la qualité de l'eau (REMM, annexe 5, partie 1);
  • des études de suivi biologique dans le milieu aquatique récepteur pour déterminer si l'effluent de la mine a un effet sur les poissons, sur leur habitat ou sur l'exploitation des ressources halieutiques (REMM, annexe 5, partie 2).

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1.3.1 Études de suivi de l'effluent et de la qualité de l'eau

1.3.1.1 Caractérisation de l’effluent

La caractérisation de l'effluent s’effectue par l'analyse d’un échantillon d’effluent et par l'enregistrement de sa dureté, de sa conductivité électrique, de son alcalinité et des concentrations d’aluminium, de cadmium, de fer, de molybdène, de sélénium, d’ammoniac et de nitrate (REMM, annexe 5, paragraphe 4(1)). La concentration de mercure contenue dans l'effluent est également analysée et enregistrée, mais son analyse et son enregistrement peuvent être interrompus si sa concentration est inférieure à 0,10 µg/L dans 12 échantillons consécutifs (REMM, annexe 5, paragraphe 4(3)). Des directives concernant la caractérisation de l'effluent sont incluses au chapitre 5. D'autres paramètres pertinents pour l'ESEE sont également analysés dans le cadre de l'annexe 4 du REMM, soit: l'arsenic, le cuivre, le cyanure, le plomb, le nickel, le zinc, les matières solides totales en suspension et le radium 226.

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1.3.1.2 Essais de toxicité sublétale

Les essais de toxicité sublétale sont menés sur l'effluent au point de rejet final de la mine ayant le plus grand risque de répercussions néfastes sur l’environnement (REMM, annexe 5, paragraphe 5(2)). Ces essais permettent de surveiller la qualité de l'effluent en mesurant les paramètres de survie, de croissance et/ou de reproduction des organismes marins ou d'eau douce dans un milieu de laboratoire contrôlé. Lorsque l'effluent est rejeté dans l’eau de mer ou l’eau d’estuaire, les essais de toxicité sublétale sont menés sur une espèce de poisson, une espèce d’invertébré et une espèce d’algue. Lorsque l'effluent est rejeté dans l'eau douce, les essais de toxicité sublétale sont menés sur une espèce de poisson, une espèce d’invertébré, une espèce de plante et une espèce d’algue (REMM, annexe 5, paragraphe 5(1)). Des directives permettant de déterminer le point de rejet final approprié pour l'échantillonnage peuvent être consultées au chapitre 2. Des lignes directrices concernant les essais de toxicité sublétale sont incluses au chapitre 6.

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1.3.1.3 Suivi de la qualité de l'eau

Des échantillons pour le suivi de la qualité de l'eau sont prélevés dans la zone exposée autour du point d'entrée de l'effluent dans l'eau à chaque point de rejet final et dans les zones de référence connexes ainsi que dans les zones d'échantillonnage sélectionnées dans le cadre de l'étude de suivi biologique (REMM, annexe 5, paragraphe 7(1)). La température de l'eau et les concentrations d'oxygène dissous sont enregistrées pour tous les échantillons. Comme pour la caractérisation de l'effluent, les concentrations d’aluminium, de cadmium, de fer, de molybdène, de sélénium, d’ammoniac et de nitrate sont mesurées et enregistrées lors du suivi de la qualité de l’eau. La concentration de mercure dans les échantillons de suivi de la qualité de l'eau est également analysée et enregistrée si cela est requis pour la caractérisation de l'effluent (REMM, annexe 5, paragraphe 4(3)). Lorsque l'effluent est rejeté dans l'eau douce, son pH, sa dureté, sa conductivité électrique et son alcalinité sont enregistrés. Lorsque l'effluent est rejeté dans l’eau d’estuaire, son pH, sa dureté, sa conductivité électrique, son alcalinité et sa salinité sont enregistrés. Lorsque l'effluent est rejeté dans l’eau de mer, sa salinité est enregistrée. Les concentrations des substances nocives énumérées à l'annexe 4 sont également enregistrées : l'arsenic, le cuivre, le cyanure (s'ils sont utilisés comme réactif de procédé), le plomb, le nickel, le zinc, les matières solides totales en suspension et le radium 226 (à moins que les conditions énoncées au paragraphe 13(2) du règlement soient respectées) (REMM, annexe 5, paragraphe 7(1)d)). Des directives concernant la surveillance de la qualité de l'eau peuvent être consultées au chapitre 5.

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1.3.2 Études de suivi biologique

Les études de suivi biologique sont menées selon des phases de 36 ou 72 mois. Les exigences de chaque étude dépendent des résultats des études menées lors des phases précédentes. Les études de suivi biologique pour évaluer les effets sont décrites dans la section 1.3.2.3 et les études de suivi biologique pour examiner les effets sont décrites dans la section 1.3.2.4.

Pour évaluer les effets, les études de suivi biologique sont menées sur trois volets (REMM, annexe 5, article 9) :

  • une étude sur la population de poissons pour évaluer les effets sur la santé des poissons;
  • une étude sur la communauté d'invertébrés benthiques pour évaluer l'habitat des poissons ou l'alimentation des poissons;
  • une étude sur la concentration de mercure dans les tissus de poissons pour évaluer l’exploitabilité des ressources halieutiques par les humains, en matière de consommation de poissons.

Pour examiner les effets, les études de suivi biologique sont menées dans le but de :

  • évaluer l'ampleur et la portée géographique des effets;
  • déterminer les causes des effets.

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1.3.2.1 Détermination et confirmation des effets

Les études concernant la population de poissons, les tissus de poissons et la communauté d'invertébrés benthiques sont menées à la fois dans une zone exposée et dans une zone de référence. La zone exposée désigne les eaux où vivent des poissons et l’habitat du poisson qui sont exposés à un effluent,et la zone de référence s’entend des eaux où vivent des poissons et où se trouve un habitat du poissons, qui ne sont pas exposées à un effluent et qui présentent, dans la mesure du possible, les caractéristiques les plus semblables à celles de la zone exposée (REMM, annexe 5, article 1).

Le REMM définit les effets sur la population de poissons, sur les tissus de poissons ainsi que sur la communauté d'invertébrés benthiques (REMM, annexe 5, article 1) et il prescrit en outre l’évaluation des données requise pour des indicateurs précis (REMM, annexe 5, article 16). Un « effet » sur la population de poissons ou sur la communauté d'invertébrés benthiques est défini comme une différence statistique entre les données collectées dans la zone exposée et celles collectées dans la zone de référence ou entre les données collectées dans les zones d'échantillonnage d'une zone exposée présentant un gradient décroissant de concentrations d’un effluent à des distances de plus en plus importantes du point de rejet de l'effluent. Un effet sur les tissus de poissons fait référence à des concentrations totales de mercure supérieures à 0,5 microgrammes par gramme (µg/g), poids humide, dans les tissus des poissons échantillonnés dans la zone exposée et statistiquement différentes et plus élevées que les concentrations totales de mercure contenues dans les tissus des poissons échantillonnés dans la zone de référence. Le chapitre 8 apporte des renseignements sur la réalisation d'analyses statistiques à partir des données de l'ESEE.

Les données collectées sur des critères d'effet précis (Tableaux 1-1 et 1-2) sont évaluées pour déterminer s'il y a une différence statistique afin d’établir s’il y a des effets sur les indicateurs. Pour confirmer que les effets observés ne sont pas des phénomènes parasites (ou dus à des facteurs de confusion) et qu'ils sont bel et bien dus aux mines, les études de suivi biologique pour évaluer les effets sont répétées au cours d'une phase ultérieure de trois ans. Si on observe le même type d'effet (même critère dans la même direction à partir du point zéro par rapport aux niveaux de référence) sur la population de poissons, sur les tissus de poissons ou sur la communauté d'invertébrés benthiques dans deux phases consécutives d'étude, cet effet est considéré comme confirmé (REMM, annexe 5, article 19). La confirmation d'un effet relativement aux critères pour le poisson ne se limite pas nécessairement aux poissons d'une même espèce et du même sexe, à moins que les conditions propres à un emplacement justifient une approche différente.

Lorsque des effets sont confirmés pour un ou plusieurs volets (la population de poissons, les tissus de poissons, la communauté d'invertébrés benthiques), la mine doit examiner ces effets au cours de phases ultérieures (section 1.3.2.3). Tous les effets confirmés doivent faire l'objet d'une étude. Si aucun effet n'est confirmé pour les trois volets, la fréquence du suivi biologique peut être allégée (REMM, annexe 5, alinéa 22(2)b)).

Il peut être difficile d'attribuer la cause d'un effet à l'effluent d'une mine dans certaines circonstances. Environnement Canada recommande, dans le cas où une première étude détermine un effet qui ne peut être attribué avec certitude à l'effluent d'une mine, que la deuxième étude visant à confirmer cet effet soit planifiée de telle manière à maximiser le degré de confiance quant à savoir si l'effet est dû ou non à l'effluent d'une mine. Des ajustements possibles du plan d'étude pour éliminer les facteurs de confusion sont décrits dans d'autres chapitres; il pourrait s'agir, entre autres, d'accroître les efforts d'échantillonnage à la fois dans la zone de référence et dans la zone exposée, d'agrandir ou de modifier les zones d'échantillonnage ou d’utiliser d’autres types de méthodes de suivi portant, par exemple, sur les mésocosmes ou sur les bivalves en cage.

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1.3.2.2 Données historiques

Il se peut que les mines aient déjà effectué des études de suivi biologique avant de devenir assujetties au REMM. Ces études peuvent être utilisées dans le cadre du Programme d'ESEE si elles permettent de déterminer si l'effluent avait un effet sur la population de poissons, sur les tissus de poissons ou sur la communauté d'invertébrés benthiques. Toutefois, si l'exploitation minière ou les conditions environnementales ont changé ou si un événement pouvant modifier les effets biologiques s'est produit après la réalisation des études de suivi antérieures, alors les données historiques devraient être utilisées avec prudence pour interpréter les effets observés à l'heure actuelle. Les résultats des études de suivi biologique antérieures doivent être soumis à l'agent d'autorisation3 accompagnés d'un rapport contenant les données scientifiques appuyant les résultats, au plus tard douze mois après la date où la mine est devenue assujettie au Règlement (REMM, annexe 5, alinéa 14b)). Se reporter aux sections 1.4.2 et 1.4.5 pour ce qui est des exigences relatives aux délais de présentation du plan d'étude et des rapports d’interprétation pour les mines ayant recours aux données historiques. De plus amples détails sur les données historiques sont fournis au chapitre 13.

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1.3.2.3 Études de suivi biologique pour évaluer les effets

Pour évaluer les effets, les études de suivi biologique sont menées sur les trois volets : la population de poissons, les tissus de poissons (concentration de mercure) et la communauté d'invertébrés benthiques.

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1.3.2.3.1 Suivi de la population de poissons

Un suivi de la population de poissons (chapitre 3) permet de mesurer des indicateurs de la santé de la population de poissons dans la zone exposée et dans la zone de référence, ou le long d'un gradient d'exposition, afin de déterminer si l'effluent de la mine a un effet sur les poissons. Un suivi de la population de poissons est nécessaire si la concentration de l'effluent dans la zone exposée est supérieure à 1 % en deçà 250 mètres du point de rejet final (REMM, annexe 5, alinéa 9b)).

Le REMM définit les indicateurs d'effet pour le suivi de la population de poissons comme étant la croissance des poissons, leur reproduction, leur condition et leur survie (REMM, annexe 5, alinéa 16a)(i)). Lors du suivi standard de la population de poissons adultes, il est recommandé de prélever des mâles et des femelles adultes de deux espèces sentinelles. Les données obtenues sur les critères d'effet précis présentés dans le tableau 1-1 sont évaluées pour déterminer s'il y a une différence statistique en ce qui concerne les indicateurs d'effet.

Tableau 1-1 : Indicateurs d'effet et critères d'effet pour le suivi de la population de poissons (longue description)
Indicateurs d'effetCritères d'effet
Croissance (consommation d'énergie)Taille selon l'âge (poids corporel en fonction de l'âge)
Reproduction (consommation d'énergie)Taille relative des gonades (poids des gonades par rapport au poids corporel)
Condition (emmagasinage d'énergie)Condition physique (poids corporel par rapport à la longueur)
Taille relative du foie (poids du foie par rapport au poids corporel)
SurvieÂge

Bien qu'il soit recommandé de toujours mener un suivi standard de la population de poissons, d'autres plans d'étude et méthodes modifiées comme une étude non létale des poissons (chapitre 3) ou des méthodes de rechange (chapitre 9) peuvent être envisagés dans les cas où le suivi standard ne serait ni efficace ni pratique.

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1.3.2.3.2 Suivi de la communauté d'invertébrés benthiques

Les mines doivent mener un suivi de la communauté d'invertébrés benthiques (chapitre 4) pour déterminer si leurs effluents ont un effet sur l'habitat du poisson. Des invertébrés benthiques sont prélevés pour déterminer s'il y a des différences entre les indicateurs d'effet dans la zone exposée et dans la zone de référence ou le long d'un gradient de concentration de l'effluent. Les données obtenues sur les critères d'effet précis présentés dans le tableau 1-2 sont évaluées pour déterminer s'il y a une différence statistique en ce qui concerne les indicateurs d'effet (annexe 5, sous-alinéa 16a)(iii)). Consultez le chapitre 4 pour obtenir les définitions des critères pour la communauté d'invertébrés benthiques et des renseignements supplémentaires à leur sujet.

Tableau 1-2 : Indicateurs d'effet et critères d'effet pour le suivi de la communauté d'invertébrés benthiques (longue description)
Indicateurs d'effetCritères d'effet
Densité totale des invertébrés benthiquesNombre d'animaux par surface unitaire
Indice de régularitéIndice de régularité de Simpson
Richesse des taxonsNombre de taxons
Indice de similaritéIndice de Bray-Curtis

Si les plans d'étude proposés au chapitre 4 ne sont ni efficaces ni pratiques, une méthode de suivi de rechange peut être envisagée (chapitre 9).

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1.3.2.3.3 Suivi des tissus de poissons

Un suivi des tissus de poissons (chapitre 3, section 3.11) est mené pour évaluer si le mercure provenant des effluents des mines a un effet sur l'exploitation des ressources halieutiques. Un suivi des tissus de poissons est nécessaire si, au cours de la caractérisation de l'effluent, la concentration totale de mercure dans l'effluent est supérieure ou égale à 0,10 µg/L (REMM, annexe 5, alinéa 9c)).

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1.3.2.4 Études de suivi biologique pour examiner les effets

Pour examiner les effets, les mines doivent évaluer l'ampleur et la portée géographique de tous les effets confirmés et chercher à établir leurs causes.

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1.3.2.4.1 Ampleur et portée géographique

Lorsque les résultats des deux études de suivi biologique précédentes indiquent le même type d'effet (même critère dans la même direction à partir du point zéro) sur la population de poissons, sur les tissus de poissons ou sur la communauté d'invertébrés benthiques, une évaluation de l'ampleur et de la portée géographique de l'effet est requise (REMM, annexe 5, alinéa 9(1)d)). L'ampleur et la portée géographique doivent être évaluées pour tous les effets confirmés. L'évaluation de l'ampleur et de la portée géographique pourrait exiger des mesures de suivi supplémentaires afin d'étendre la zone d'échantillonnage plus en aval, ou elle pourrait être fondée sur des renseignements déjà existants dans des études précédentes. Des directives concernant les études sur l'ampleur et la portée géographique peuvent être consultées aux chapitres 24 et 7.

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1.3.2.4.2 Recherche des causes

Si les résultats de la dernière étude de suivi biologique indiquent l'ampleur et la portée géographique d'un effet sur la population de poissons, sur les tissus de poissons ou sur la communauté d'invertébrés benthiques, il faut entreprendre une étude de recherche des causes (REMM, annexe 5, paragraphe 19(2)). Le but d'une étude de recherche des causes est de déterminer la cause de chaque effet confirmé. Des lignes directrices sur les études de recherche des causes sont incluses au chapitre 12.

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1.4 Étapes de déroulement et de compte rendu d'une étude de suivi des effets sur l'environnement

Le déroulement et le compte rendu d'une ESEE, conformément au REMM comprennent les étapes clés suivantes :

  • le déroulement de la caractérisation de l'effluent, des essais de toxicité sublétale et de la surveillance de la qualité de l'eau et la présentation des résultats;
  • la présentation du plan d'étude;
  • le déroulement de l'étude de suivi biologique;
  • le déroulement de l'évaluation des données;
  • la présentation du rapport d'interprétation.

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1.4.1 Déroulement de la caractérisation de l'effluent, des essais de toxicité sublétale et de la surveillance de la qualité de l'eau et présentation des résultats

La caractérisation de l'effluent est effectuée quatre fois par année civile et à au moins un mois d’intervalle, la première caractérisation se faisant au plus tard six mois suivant la date à laquelle la mine devient assujettie au REMM (annexe 5, paragraphe 4(2)). La caractérisation de l'effluent est effectuée sur une portion aliquote de l’échantillon d’effluent prélevé pour l'analyse des substances nocives en application de l'annexe 4 du présent règlement. Reportez-vous au chapitre 5 pour obtenir de plus amples renseignements sur la caractérisation de l'effluent.

Les essais de toxicité sublétale sont effectués deux fois par année civile pendant trois ans, et une fois par année après la troisième année. Les essais de toxicité sublétale sont effectués sur une portion aliquote de l’échantillon d’effluent prélevé pour l'analyse des substances nocives en application de l'annexe 4 du présent règlement. Les premiers essais doivent être menés au plus tard six mois suivant la date à laquelle la mine devient assujettie au présent règlement (REMM, annexe 5, paragraphe 6(1)). Les essais de toxicité sublétale peuvent être effectués une fois par année civile si les résultats de six essais de toxicité sublétale effectués après le 31 décembre 1997 sur une espèce de poisson, une espèce d’invertébré et une espèce de plante aquatique ou d’algue sont présentés à l’agent d’autorisation au plus tard six mois suivant la date à laquelle la mine devient assujettie au présent règlement (REMM, annexe 5, paragraphe 6(2)). Reportez-vous au chapitre 6 pour obtenir de plus amples renseignements sur les essais de toxicité sublétale.

La surveillance de la qualité de l'eau est effectuée au plus tard six mois suivant la date à laquelle la mine devient assujettie au présent règlement, quatre fois par année civile et à au moins un mois d’intervalle sur les échantillons d’eau prélevés lorsque la mine rejette l’effluent. La surveillance de la qualité de l'eau est également effectuée sur les échantillons d’eau prélevés en même temps que les études de suivi biologique (REMM, annexe 5, paragraphe 7(2)). Reportez-vous au chapitre 5 pour obtenir de plus amples renseignements sur la surveillance de la qualité de l'eau.

Un rapport annuel sur les études de suivi de l’effluent et de la qualité de l’eau effectuées au cours d’une année civile est présenté à l’agent d’autorisation au plus tard le 31 mars de l'année suivante (REMM, annexe 5, article 8). Il est possible de répondre à la plupart des exigences annuelles de présentation des études de suivi de l’effluent et de la qualité de l’eau en soumettant les résultats des données électroniquement à Environnement Canada au moyen du « Système informatique de transmission de données réglementaires » (SITDR) accessible depuis le site Web suivant : https://www.riss-sitdr.ec.gc.ca/riss/Global/Index.aspx. Pour les exigences de présentation qui ne sont pas étayées par le SITDR, une copie papier doit être présentée à Environnement Canada au plus tard le 31 mars de l'année suivante. Ces exigences comprennent les méthodes utilisées pour effectuer la caractérisation de l'effluent, les essais de toxicité sublétale et la surveillance de la qualité de l'eau, ainsi que les mesures d'assurance et de contrôle de la qualité prises et les données relatives à la mise en œuvre de ces mesures.

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1.4.2 Présentation du plan d'étude

Le plan d'étude contient une description du déroulement de l'étude de suivi biologique afin de répondre aux exigences réglementaires (REMM, annexe 5, articles 10 et 19). Le présent document d'orientation se veut un point de départ pour les plans d'étude et permet une certaine souplesse dans la conception des études afin de tenir compte des besoins propres à un site. Plusieurs exemples de plans d'étude sont présentés au chapitre 4 (voir également les chapitres 239 et 12 pour obtenir des renseignements sur les plans d'étude). Lorsque plusieurs mines rejettent leurs effluents dans le même bassin versant, on encourage les études de suivi des effets sur l’environnement conjointes, lorsque cela est possible.

Le premier plan d'étude est présenté au plus tard 12 mois suivant la date à laquelle la mine devient assujettie au présent règlement (REMM, annexe 5, alinéa 14a)) ou au plus tard 24 mois suivant la date à laquelle la mine devient assujettie au REMM pour les mines présentant des données historiques (REMM, annexe 5, alinéa 14b)). Le plan d'étude pour la première et deuxième étude de suivi biologique ou pour toute étude de suivi biologique subséquente est présenté à l’agent d’autorisation au moins six mois avant le début de l’étude (REMM, annexe 5, paragraphes 15(1) et 19(1)). Lorsque le propriétaire ou l’exploitant d’une mine a présenté un avis de fermeture de sa mine, le plan d’étude final est présenté au plus tard six mois suivant la date de présentation de l’avis informant de l'intention de la faire reconnaître comme une mine fermée reconnue (REMM, paragraphe 23(1)).

Une mine pourrait mener différents types d'études en même temps, telles qu'une étude standard sur la population de poissons et une étude sur l'ampleur et la portée géographique pour la communauté d'invertébrés benthiques. Le plan d'étude décrirait alors le déroulement de ces deux études.

Les renseignements présentés dans le plan d'étude varient en fonction du type d'étude de suivi biologique à mener.

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1.4.2.1 Plan d'une étude de suivi biologique pour évaluer les effets

Lorsque les effets n'ont pas été évalués ou confirmés, lorsque le dernier rapport d'interprétation indique la cause de l'effet ou lorsque les deux derniers rapports d'interprétation indiquent l'absence d'effet, les plans des études de suivi biologique doivent inclure ce qui suit (REMM, annexe 5, article 11; lignes directrices du chapitre 2) :

  • une caractérisation du site décrivant la façon dont l’effluent se mélange dans la zone exposée, y compris une estimation de la concentration de l’effluent à 250 mètres du point de rejet final;
  • une description des habitats dans les zones exposées et les zones de référence;
  • le type de procédé de production utilisé et les pratiques de protection de l’environnement appliquées à la mine;
  • un sommaire des exigences législatives fédérales, provinciales ou autres visant la mine et portant sur le suivi de l’effluent et de l’environnement;
  • une description des facteurs anthropiques, naturels ou autres non liés à l’effluent étudié, mais dont on peut raisonnablement s’attendre à ce qu’ils contribuent à tout effet observé.

Les plans des études comprennent également les motifs scientifiques justifiant le choix des espèces de poissons, des zones d'échantillonnage, de la taille des échantillons, des périodes d'échantillonnage et des méthodes sur le terrain et en laboratoire ainsi que la méthode choisie pour déterminer si l'effluent a un effet sur la population de poissons, sur les tissus de poissons ou sur la communauté d'invertébrés benthiques. Les plans des études doivent également comporter une description des mesures d'assurance et de contrôle de la qualité qui seront prises pour garantir la validité des données recueillies de même qu'un résumé des résultats des études de suivi biologique antérieures.

Les données historiques, lorsque disponibles, peuvent fournir des renseignements utiles pour la caractérisation du site et faciliter l'élaboration des plans des études de suivi des effets sur l'environnement, en utilisant les leçons apprises lors des études de suivi précédentes. Si des données historiques sont présentées, le premier plan d'étude doit inclure un résumé des résultats des études de suivi biologique menées avant que la mine ne devienne assujettie au règlement.

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1.4.2.2 Plan d'une étude de suivi biologique pour examiner les effets

Si les résultats des deux études précédentes indiquent le même type d'effet (même critère dans la même direction à partir du point zéro par rapport aux niveaux de référence) sur la population de poissons, sur les tissus de poissons ou sur la communauté d'invertébrés benthiques, le plan d’étude doit comprendre, en plus de l'information détaillée à la section 1.4.2.1, la description d’une ou de plusieurs zones d’échantillonnage supplémentaires dans la zone exposée qui doivent être utilisées pour évaluer l'ampleur et la portée géographique de l'effet (REMM, annexe 5, alinéa 19(1)d)).

Si les résultats de la dernière étude de suivi biologique indiquent l'ampleur et la portée géographique d'un effet, le plan d'étude doit comprendre la description détaillée des études sur le terrain et en laboratoire qui seront effectuées pour déterminer la cause de l'effet (REMM, annexe 5, paragraphe 19(2)).

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1.4.3 Déroulement de l'étude de suivi biologique

L'étude de suivi biologique est menée conformément au plan d'étude présenté. Si pour des circonstances imprévues, le propriétaire ou l'exploitant de la mine ne peut pas suivre le plan d'étude, celui-ci doit aviser sans délai l'agent d'autorisation des circonstances l'obligeant à s'écarter du plan d'étude et des modalités modifiées de déroulement de l'étude (REMM, annexe 5, paragraphes 15(2) et 24(2)). On recommande au personnel ou aux experts-conseils en environnement de la mine d'informer également le coordonnateur régional des études de suivi des effets sur l’environnement d’Environnement Canada de tout écart par rapport au plan d'étude.

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1.4.4 Déroulement de l'évaluation des données

Une fois l'étude sur le terrain terminée, une évaluation et une interprétation des données sont menées afin de déterminer si l'effluent de la mine a un ou plusieurs effets (REMM, annexe 5, article 16). L'évaluation et l'interprétation des données déterminent également les exigences futures en matière de suivi. Les analyses réalisées afin de déterminer s'il y a des effets sur la population de poissons, sur les tissus de poissons ou sur la communauté d'invertébrés benthiques sont décrites au chapitre 8. L'évaluation des données pour les mines qui ont des effets confirmés donne lieu à une détermination de l’ampleur et de la portée géographique des effets et à une évaluation des causes de ces effets confirmés. Des lignes directrices sur les études de recherche des causes sont incluses au chapitre 12.

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1.4.5 Présentation du rapport d'interprétation

Le premier rapport d'interprétation est présenté soit au plus tard 30 mois après la date à laquelle la mine devient assujettie au règlement soit au plus tard quarante-deux mois après la date à laquelle elle devient assujettie au Règlement, si la mine a soumis un rapport présentant des données de suivi biologique historiques (REMM, annexe 5, article 18).

Les rapports d'interprétation subséquents sont présentés 36 ou 72 mois après la date limite de présentation du dernier rapport d'interprétation, selon les résultats du rapport d'interprétation précédent.

Les données à l'appui de l'étude de suivi biologique sont présentées à Environnement Canada sous forme électronique selon le modèle fourni sur le site Web de l'ESEE (se reporter au chapitre 10 pour obtenir de plus amples renseignements).

Le Règlement sur les effluents des mines de métaux contient un aperçu des renseignements qui doivent figurer dans un rapport d'interprétation pour une étude de suivi biologique (REMM, annexe 5, articles 17, 21 et 25). Le chapitre 10 comprend une description plus détaillée des rapports d'interprétation. Une brève description des différents types de rapports d'interprétation est présentée ci-dessous.

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1.4.5.1 Rapport d'interprétation des études de suivi biologique pour évaluer les effets

Un rapport d'interprétation des études de suivi biologique pour évaluer les effets contient, entre autres éléments, les résultats des études de suivi, les données brutes, les résultats des évaluations des données et l'indication de tout effet.

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1.4.5.2 Rapport d'interprétation des études de suivi biologique pour examiner les effets

Si l'ampleur et la portée géographique d'un effet confirmé sur la population de poissons, sur les tissus de poissons ou sur la communauté d'invertébrés benthiques ne sont pas connues, alors le rapport d'interprétation doit comprendre, entre autres éléments, les résultats d'une étude sur l'ampleur et la portée géographique. Si l’ampleur et la portée géographique de l’effet confirmé sont connues, mais que la cause de l'effet ne l'est pas, le rapport d'interprétation doit inclure une description de la cause de l'effet. Le rapport d'interprétation de RDC présente les résultats de l'étude et l'énoncé définissant la cause de l'effet sur la population de poissons, sur les tissus de poissons ou sur la communauté d'invertébrés benthiques. Si la cause de l'effet n'a pas été déterminée, le rapport d'interprétation doit comprendre une explication de ce fait et une description des mesures qui devront être prises lors de la prochaine étude afin d'en déterminer la cause.

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1.5 Mines fermées reconnues

Le propriétaire ou l’exploitant d’une mine qui a cessé de fonctionner, et qui a l'intention de la faire reconnaître comme une mine fermée reconnue, doit en aviser l’agent d’autorisation par écrit et doit maintenir la mine, durant une période continue de trois ans commençant à la date de réception de l’avis, à un taux de production inférieur à 10 % de sa capacité nominale. Une dernière étude de suivi biologique doit être menée durant cette période de trois ans (REMM, article 32). La version finale du plan d'étude doit être présentée à l'agent d'autorisation au plus tard six mois après la remise de l'avis de fermeture (REMM, annexe 5, article 23). La mine s'appuiera pour cette dernière phase de suivi sur les résultats de l'étude de suivi biologique antérieure. Le rapport d’interprétation final doit être présenté à l'agent d'autorisation au plus tard 36 mois suivant la date de remise de l’avis de fermeture de la mine (REMM, annexe 5, article 26). Les exigences relatives à la caractérisation de l'effluent, aux essais de toxicité sublétale et à la surveillance de la qualité de l'eau continuent de s'appliquer jusqu’à ce que la mine soit reconnue comme une mine fermée.


1.6 Détermination d'un cheminement dans le Programme d’études de suivi des effets sur l'environnement des mines de métaux

Le Programme d’ESEE pour les mines de métaux comporte des activités de suivi pour évaluer les effets, examiner les effets confirmés (ampleur et portée géographique et recherche des causes) et réévaluer les effets. Lorsqu’un effet est confirmé (c.-à-d. un même type d'effet dans deux études consécutives), la mine doit déterminer l'ampleur et la portée géographique de l'effet (REMM, annexe 5, alinéa 19(1)d)), puis examiner la cause de l'effet (REMM, annexe 5, paragraphe 19(2)).

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1.6.1 Seuils critiques d'effet

Un seuil critique d'effet (SCE) constitue un seuil au-delà duquel un effet peut indiquer un risque plus élevé pour l'environnement. L'Équipe d'examen de l'ESEE des mines de métaux a recommandé que des seuils critiques d'effet soient établis pour chacun des critères d'effet de l'ESEE des mines de métaux à la suite de la deuxième évaluation nationale des données de l'ESEE des mines de métaux (Équipe d'examen de l'ESEE des mines de métaux, 2007).

Des seuils critiques d'effet pour les critères relatifs à la population de poissons et à la communauté d'invertébrés benthiques ont d'abord été élaborés pour le Programme d'ESEE dans le secteur des pâtes et papiers après que les données de cette étude aient révélé que la plupart des fabriques avaient observé un effet en ce qui a trait à au moins un des indicateurs d'effet. Une fois validés, ces seuils critiques d'effet ont été adoptés aux fins d'utilisation dans le Programme d'ESEE des mines de métaux (tableau 1-3).

Tableau 1-3 : Seuils critiques d'effet pour le Programme d’études de suivi des effets sur l'environnement des mines de métaux (longue description)
Critères d'effet pour le poissonSeuil critique d’effet1Critères d'effet pour le benthosSeuil critique d’effet1
Poids selon l'âge2± 25 %Densité± 2 ET
Taille relative des gonades± 25 %Indice de régularité de Simpson± 2 ET
Taille relative du foie± 25 %Richesse des taxons± 2 ET
Condition± 10 %Indice de Bray-Curtis+ 2 ET
Âge2± 25 %  

1. Les différences relatives aux critères d'effet pour la population de poissons sont exprimées sous forme de pourcentage (%) d'écart par rapport à la moyenne de référence, alors que les différences relatives aux critères d'effet pour la communauté d'invertébrés benthiques sont exprimées sous forme de multiple de l'écart-type dans la zone de référence.

2. Les problèmes liés à la détermination de l'âge de certaines espèces de poissons doivent être examinés avant que les effets sur le poids selon l'âge et l'âge soient utilisés pour choisir un cheminement dans le Programme d'ESEE. Consultez le chapitre 3 pour obtenir des recommandations sur la détermination de l'âge.

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1.6.2 Ampleur des effets confirmés

L'ampleur de chaque effet observé sur la population de poissons, sur les tissus de poissons ou sur la communauté d'invertébrés benthiques peut être évaluée de manière plus poussée pour déterminer si l'ampleur d'un effet confirmé se situe à une valeur supérieure ou inférieure au seuil critique d'effet. Le tableau 1-4 décrit comment les effets confirmés dans deux études consécutives doivent être regroupés afin de déterminer si les effets confirmés se situent à une valeur supérieure ou inférieure au seuil critique d'effet.

Tableau 1-4 : Évaluation de l'ampleur des effets confirmés dans deux phases d'étude consécutives (longue description)
Effets confirmés à une valeur supérieure ou égale au seuil critique d'effetEffets confirmés à une valeur inférieure au seuil critique d'effet
Les mêmes effets ont été observés à une valeur supérieure ou égale au seuil critique d’effet dans deux phases d'étude consécutives.Les mêmes effets ont été observés à une valeur inférieure au seuil critique d’effet dans deux phases d'étude consécutives.
Les mêmes effets ont été observés dans deux phases d'étude consécutives, avec des effets à une valeur supérieure ou égale au seuil critique d’effet dans une phase et à une valeur inférieure au seuil critique d’effet dans l'autre phase.Les mêmes effets ont été observés dans deux phases d'étude consécutives, avec des effets à une valeur supérieure ou égale au seuil critique d’effet dans une phase et à une valeur inférieure au seuil critique d’effet dans l'autre phase, si des renseignements pouvant expliquer le changement des effets observés sont fournis (p. ex. une amélioration du traitement de l'effluent).

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1.6.3 Processus de décision relatif au Programme d’études de suivi des effets sur l'environnement des mines de métaux

La figure 1-1 est un arbre décisionnel permettant aux mines de définir un cheminement approprié dans le Programme d’ESEE, compte tenu de leur propre situation. Les seuils critiques d'effet sont appliqués aux résultats de l'ESEE pour aider les mines à déterminer le niveau d'effort requis pour examiner les effets confirmés. La structure de l'arbre décisionnel s'appuie sur les exigences réglementaires du REMM, les dernières connaissances scientifiques et l'expérience et les connaissances acquises lors de la mise en œuvre du Programme d'ESEE.

Les connaissances propres au site ainsi que les données relatives à l'effluent et à la qualité de l’eau doivent être prises en considération avant de déterminer le cheminement d'une mine dans le Programme d'ESEE. Les effets confirmés pour les critères d'appui sont utilisés dans le cadre des évaluations propres au site pour appuyer les décisions relatives au cheminement à suivre (voir les chapitres 3 et 4 pour obtenir des renseignements sur les critères d'appui).

Les mines sont tenues de continuer à mener un suivi de l'effluent et de la qualité de l'eau et à présenter les résultats dans les délais prescrits par le REMM et tel que cela est indiqué à la section 1.4.1 du présent chapitre. Cette exigence est indépendante de l'échéance relative au déroulement des études de suivi biologique et à la présentation des rapports d’interprétation.

Figure 1-1 : Arbre décisionnel pour le Programme d’études de suivi des effets sur l'environnement des mines de métaux

Figure 1-1 : Arbre décisionnel pour le Programme d’études de suivi des effets sur l'environnement des mines de métaux

Vous trouverez des informations détaillées ci-dessous.

La figure 1-1 est un diagramme illustrant le processus de décision à travers les différentes phases de suivi et l’échéancier des soumissions des rapports d’interprétation. La partie supérieure de l’arbre décisionnel comprend les études de suivi biologique pour évaluer les effets alors que la partie inférieure comprend les études de suivi biologique pour investiguer les effets confirmés. Selon la réponse aux questions dans le schéma, des flèches indiquent la prochaine question à poser. La suite de questions varie en fonction des réponses données aux questions précédentes.

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1.6.3.1 Évaluer les effets

Le rapport d'interprétation de la deuxième étude de suivi biologique et de toutes les études de suivi biologique subséquentes est remis au plus tard 36 mois après la date d'échéance de présentation de l'étude de suivi biologique précédente, dans le cadre des scénarios suivants :

Aucun effet n'a été observé

  • Les résultats d'une seule étude indiquent l'absence d'effet sur la population de poissons, sur les tissus de poissons et sur la communauté d'invertébrés benthiques (REMM, annexe 5, paragraphe 22(1)).

Des effets ont été observés

  • Les résultats d'une seule étude indiquent un effet sur la population de poissons, sur les tissus de poissons ou sur la communauté d'invertébrés benthiques (REMM, annexe 5, paragraphe 22(1)).
  • Les résultats d'une seule étude indiquent un effet sur la population de poissons, sur les tissus de poissons et sur la communauté d'invertébrés benthiques (REMM, annexe 5, alinéa 22(2)a)).

Le rapport d'interprétation est présenté au plus tard soixante-douze mois après la date d'échéance de présentation du rapport d'interprétation de l'étude précédente, dans le cadre du scénario suivant :

Aucun effet n'a été confirmé

  • Les résultats des deux dernières études de suivi biologique consécutives indiquent l'absence d'effet sur la population de poissons, sur les tissus de poissons et sur la communauté d'invertébrés benthiques (REMM, annexe 5, alinéa 22(2)b)).

Dans le but de déterminer le délai de présentation des rapports d’interprétation, si une étude sur la population de poissons n'est pas requise en raison de la concentration de l'effluent dans la zone exposée, conformément à l'annexe 5, alinéa 9b), alors on considère que l’effluent n'a aucun effet sur la population de poissons. De la même manière, si une étude sur les tissus de poissons n'est pas nécessaire en raison de la concentration de mercure dans l'effluent, conformément à l'annexe 5, alinéa 9c), alors on considère que l’effluent n'a aucun effet sur les tissus de poissons.

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1.6.3.2 Examiner les effets confirmés

Si les résultats des deux dernières études de suivi biologique consécutives indiquent le même type d'effet (même critère dans la même direction à partir du point zéro par rapport aux niveaux de référence) sur la population de poissons, sur les tissus de poissons ou sur la communauté d'invertébrés benthiques, et si l'ampleur ou la portée géographique de l’effet ou la cause de l'effet n'est pas connue, alors le rapport d'interprétation est présenté au plus tard 36 mois après la date d'échéance de présentation du rapport d'interprétation de l'étude précédente (REMM, annexe 5, alinéa 22(2)c)).

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1.6.3.2.1 Niveau d'effort requis pour examiner les effets

Les mines sont tenues d'examiner tous les effets confirmés. Les paragraphes qui suivent fournissent des recommandations quant à la façon d'examiner les effets confirmés selon l'ampleur des effets (valeur inférieure ou supérieure au seuil critique d’effet).

Effets confirmés d'une ampleur supérieure ou égale au seuil critique d'effet
Les mines qui ont des effets confirmés d'une ampleur supérieure ou égale au seuil critique d'effet (tableau 1-4) effectuent une étude sur le terrain pour évaluer l'ampleur et la portée géographique des effets et présentent le prochain rapport d'interprétation dans 36 mois. Par la suite, la mine mène des études sur le terrain ou en laboratoire pour déterminer les causes des effets et présente le rapport d'interprétation de recherche des causes dans une autre période de 36 mois. Si l’ampleur et la portée géographique de l’effet ont déjà été établies, la mine peut passer directement à la détermination des causes des effets. Dans ce cas, la mine pourrait faire état de l'ampleur et de la portée géographique des effets dans le plan de l'étude de recherche des causes.

Effets confirmés d'une ampleur inférieure au seuil critique d'effet
Si un effet confirmé a une ampleur inférieure au seuil critique d'effet, il n'est pas prévu que des effets plus importants soient observés au-delà du point de rejet final. La mine pourrait donc évaluer l'ampleur et la portée géographique d'un effet confirmé à une valeur inférieure au seuil critique d'effet en fournissant une justification scientifique solide à partir des résultats et des autres renseignements existants contenus dans les études, puis passer directement à la détermination des causes des effets. Dans ce cas, si la mine utilise les renseignements existants pour déterminer l'ampleur et la portée géographique des effets, il est recommandé que ces renseignements soient inclus dans le plan de l'étude de recherche des causes et que le prochain rapport d'interprétation soit présenté dans 36 mois. Les causes de l'effet ont pu être déterminées par la réalisation d'études sur le terrain et/ou en laboratoire, ou par l'examen et la présentation de preuves solides à partir des données existantes, seules ou associées à de nouvelles données et/ou à une analyse documentaire.

Une fois que les causes des effets ont été déterminées, le prochain rapport d'interprétation est présenté trente-six mois après la date d'échéance de présentation du dernier rapport d'interprétation. Dans ce cas, le plan d'étude doit décrire les études de suivi biologique pour évaluer les effets (voir la section 1.4.2.1).

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1.6.3.3 Calendrier des études visant à évaluer les effets et l'ampleur et la portée géographique et des études visant à examiner les causes

Il existe différentes étapes pour l'évaluation et l'examen des effets (Figure 1-1). Dans de nombreux cas, le processus d'évaluation des effets et le processus d'examen des effets peuvent ne pas progresser en même temps pour les différents volets (la population de poissons, les tissus de poissons et la communauté d'invertébrés benthiques). Une fois qu'un effet a été confirmé, les mines sont tenues d'évaluer l'ampleur et la portée géographique de l’effet et de déterminer la cause de l'effet. Il est nécessaire de mener des études sur l'ampleur et la portée géographique et des études de recherche des causes pour tous les effets confirmés.

Dans le cadre d'une étude visant à évaluer l'ampleur et la portée géographique d'un effet observé pour un volet d'étude (la population de poissons, les tissus de poissons et la communauté d'invertébrés benthiques), les mines sont également tenues de continuer à surveiller les volets d'étude pour lesquels aucun effet n'a été observé ni confirmé précédemment. Par conséquent, une mine peut mener une étude afin de confirmer la présence ou l'absence d'effet pour un volet d'étude tout en effectuant une étude visant à déterminer l'ampleur et la portée géographique d'un effet à l'égard d'un autre volet.

Dans le cadre d'une étude de recherche des causes pour un effet confirmé pour un volet d'étude (la population de poissons, les tissus de poissons et la communauté d'invertébrés benthiques), les mines ne sont pas tenues de mener des études simultanées sur des volets pour lesquels aucun effet n'a été confirmé. Lorsque des effets sont confirmés pour plus d'un volet d'étude ou pour plus d’un critère au sein d'un volet, alors il est nécessaire de déterminer l'ensemble des causes des effets confirmés au cours de la prochaine phase ou, si ce n'est pas possible, dans les plus brefs délais au cours des phases ultérieures.

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1.7 Références

Équipe d'examen de l'ESEE des mines de métaux. 2007. Rapport de l'Équipe d'examen de l'ESEE des mines de métaux. Gatineau (Québec) : Bureau national des études de suivi des effets sur l'environnement, Environnement Canada.


Figures et tableaux

Le tableau 1-1 présente les indicateurs d’effets et les critères d’effets dans une étude de la population de poissons. Les indicateurs d’effets comprennent la croissance, la reproduction, la condition et la survie. Les critères d’effets comprennent la taille selon l’âge, la taille relative des gonades, la condition, la taille relative du foie et l’âge. Les données obtenues sur les critères d’effets particuliers sont évaluées pour déterminer s’il y a une différence statistique en ce qui concerne les indicateurs d’effets.

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Le tableau 1-2 présente les indicateurs d’effets et les critères d’effets dans une étude de la communauté d’invertébrés benthiques. Les indicateurs d’effets comportent la densité totale des invertébrés benthiques, l’indice de régularité, la richesse des taxons et l’indice de similarité. Les critères d’effets comprennent le nombre d’animaux par zone unitaire, l’indice de régularité de Simpson, le nombre de taxons et l’indice de Bray-Curtis. Les données obtenues sur les critères d’effets particuliers sont évaluées pour déterminer s’il y a une différence statistique en ce qui concerne les indicateurs d’effets.

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Le tableau 1-3 décrit les seuils critiques d’effets pour le Programme d’études de suivi des effets sur l’environnement des mines de métaux. Les critères d’effets pour le poisson et les critères d’effets pour le benthos sont alignés sur leurs seuils critiques d’effets respectifs. Les critères d’effets pour le poisson comprennent le poids selon l’âge, la taille relative des gonades, la taille relative du foie, la condition et l’âge. Les critères d’effets pour le benthos comprennent la densité, l’indice de régularité de Simpson, la richesse des taxons et l’indice de Bray-Curtis.

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Le tableau 1-4 présente une évaluation de l’ampleur des effets confirmés dans deux phases d’étude consécutives. Le tableau indique comment les effets confirmés dans deux phases consécutives sont groupés. Les effets confirmés sont séparés en deux catégories : les effets dont la valeur est égale ou supérieure au seuil critique d’effet et les effets dont la valeur est inférieure au seuil critique d’effet.

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1. AQUAMIN. 1996. Évaluation des effets de l’exploitation minière sur le milieu aquatique au Canada. Environnement Canada.

2. Les coordonnées des coordonnateurs régionaux des ESEE sont disponibles sur le site Web de l'ESEE.

3. L'agent d'autorisation pour chaque province est indiqué à l'annexe 1 du REMM. Les coordonnées des agents d'autorisation sont disponibles sur le site Web de l'ESEE.

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Chapitre 2

2. Plan d’étude, caractérisation du site et programme général d’assurance et de contrôle de la qualité

2.1 Aperçu

2.2 Plan d’étude et caractérisation du site

2.3 Programme général d’assurance et de contrôle de la qualité et modes opératoires normalisés

2.4 Références

Tableau

 


2. Plan d’étude, caractérisation du site et programme général d’assurance et de contrôle de la qualité

2.1 Aperçu

Le présent chapitre contient de l’information sur le plan d’étude, la caractérisation du site et l’assurance de la qualité et le contrôle de la qualité (AQ/CQ) du Programme d’études de suivi des effets sur l’environnement (ESEE) pour les mines de métaux. Les exigences relatives au plan d’étude et à la caractérisation du site sont présentées dans le Règlement sur les effluents des mines de métaux (REMM) (annexe 5, articles 10 à 14) et dans le chapitre 1. Ces renseignements comprennent le calendrier des ESEE(première étude, étude visant à confirmer l’absence ou la présence d’effet, ampleur et portée géographique, recherche des causes et étude finale avant la fermeture d’une mine), le contenu des rapports sur les plans d’étude et les dates de présentation. Des renseignements additionnels sur les méthodes recommandées pour le plan d’étude des poissons, des tissus de poissons et des invertébrés benthiques et sur des méthodes de rechange sont fournis dans les chapitres pertinents. En outre, chaque chapitre contient de l’information plus détaillée sur l’AQ/CQ.

2.2 Plan d’étude et caractérisation du site

L’objectif d’un plan d’étude est de décrire le déroulement de l’étude de suivi biologique (étude de la population de poissons, analyse des tissus de poissons et étude de la communauté d’invertébrés benthiques).

Le plan d’étude doit comprendre les éléments suivants (annexe 5, articles 10 à 14 du REMM) :

  • un sommaire des études de suivi biologique précédentes et des suivis de l’effluent et de la qualité de l’eau;
  • des renseignements sur la caractérisation du site, y compris les résultats des études de délimitation du panache;
  • les objectifs du programme de suivi sur le terrain, y compris l’approche globale et la justification du suivi biologique, qui peuvent être fondés sur les résultats de suivis antérieurs;
  • les critères régissant la conception des analyses statistiques, hypothèses, méthodes statistiques et données requises;
  • une description de la façon dont les études de suivi biologique seront effectuées afin de déterminer s’il y a des effets, en tenant compte des facteurs de confusion;
  • les plans d’échantillonnage sur le terrain, y compris les paramètres mesurés ainsi que la méthode, la période et la zone d’échantillonnage, l’emplacement des zones de référence et des zones exposées, ainsi que les motifs pour le choix du point de rejet;
  • les mesures d’AQ/CQqui seront prises pour valider les données;
  • le calendrier des travaux de suivi sur le terrain et de la présentation du rapport d’interprétation.

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2.2.1 Caractérisation du site

Chaque plan d’ESEE doit inclure des renseignements sur la caractérisation du site (annexe 5, alinéa 10a) du REMM). Les exigences concernant la caractérisation du site sont décrites à l’annexe 5, article 11 du REMM. Le tableau 2-1 résume les renseignements relatifs à la caractérisation du site qui doivent figurer dans le premier plan d’étude. Dans les études de suivi subséquentes, les données relatives à la caractérisation du site peuvent être résumées, mais tout nouveau renseignement (p. ex., taux de production) devrait être décrit en détail. Dans la plupart des cas, les exploitants de mines pourront obtenir la plupart des données sur la caractérisation du site en consultant les évaluations antérieures et les études historiques. S’il manque de l’information essentielle à la conception de l’ESEE, la collecte d’autres données sur le terrain pourrait s’avérer nécessaire afin de fournir un cadre adéquat pour le premier plan d’ESEE, en particulier en ce qui a trait à l’hydrologie et aux ressources aquatiques.

Les informations de la caractérisation du site peuvent servir à identifier les sites d’échantillonnage potentiels avec des habitats similaires dans la zone de référence et la zone exposée et à obtenir des renseignements sur d’autres points de rejet et d’éventuels facteurs de confusion qui pourraient brouiller l’interprétation des données obtenues dans ces zones. La section 2.2.1.9 contient des informations sur les caractéristiques environnementales uniques aux sites miniers qui devraient être prises en considération au cours de la caractérisation d’un site.

Lorsqu’il n’existe pas suffisamment de données historiques sur l’effluent d’une mine pour déterminer l’emplacement de la zone de référence et de la zone exposée, un échantillonnage exploratoire peut se révéler utile. Cet échantillonnage peut aussi servir à déterminer les caractéristiques des habitats pour permettre un choix efficace des stations d’échantillonnage.

Une équipe de terrain expérimentée devrait être en mesure d’évaluer l’étendue approximative du profil de diffusion d’un effluent d’après les mesures des traceurs de la qualité de l’eau (p. ex., la conductance spécifique) ou les résultats d’une étude préliminaire avec des colorants. Il lui est souvent possible de déterminer l’emplacement probable des zones de sédimentation en s’appuyant sur l’observation du débit et de la configuration des courants dans le milieu récepteur. Il est donc habituellement possible de choisir des stations d’échantillonnage de l’eau et de sédiments appropriées sur le terrain et de compléter un échantillonnage exploratoire du milieu récepteur en même temps que sont effectués les études de panache et des zones de sédimentation et les inventaires de ressources et d’habitat essentiels au cours d’une seule campagne.

La plupart des informations recueillies durant la caractérisation du site peuvent être reportées sur une carte. Les cartes devraient être d’une échelle suffisante (p. ex., 1:5000) pour montrer avec la précision requise les caractéristiques de la zone d’étude. L’échelle employée devrait être indiquée sur toutes les cartes utilisées. La superficie de la zone d’étude à cartographier devrait être déterminée en fonction des caractéristiques de la zone et devrait inclure le point de rejet ainsi que la zone exposée et la zone de référence.

Les exigences relatives à la caractérisation du site dans le plan d’étude d’ESEE sont énoncées dans le REMM. Les renseignements suivants constituent d’autres renseignements pertinents qui devraient être communiqués lors de la caractérisation du site (en plus des renseignements présentés dans le tableau 2‑1) :

  1. une énumération des principaux réactifs chimiques utilisés dans le processus global de production depuis le 1er janvier 1996. Les mines sont encouragées à préciser les quantités de réactifs qu’elles utilisent actuellement. Cette liste devrait inclure les types de réactifs suivants :

    • activateurs
    • floculants
    • régulateurs de pH
    • déprimants
    • moussants
    • collecteurs
  2. une liste de tous les points de rejet d’effluent dans la zone exposée; cette liste devrait préciser toutes les sources connues de rejet dans l’environnement aquatique, y compris celles régies par le REMM, ainsi que toute autre source (p. ex., sources diffuses) susceptible d’avoir un effet sur l’environnement aquatique;

  3. des informations sur les conditions climatiques locales, en particulier les régimes saisonniers des précipitations.

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Tableau 2-1 : Renseignements sur la caractérisation du site pour la préparation d’un plan d’étude d’ESEE(longue description)
Type d’informationRenseignements recommandés
(Lorsque cela est possible, certains renseignements peuvent être présentés sous forme de cartes.)
Caractéristiques générales
  • nature géologique de la roche-mère et des dépôts meubles
  • topographie
  • sol et végétation
  • accessibilité du site
  • climatologie
Hydrologie
  • description du ou des bassins versants
  • caractéristiques de l’écoulement (cours d’eau) ou de la dispersion (lacs, estuaires, eaux marines)
  • description générale du mélange du ou des effluents et des eaux réceptrices
  • cartographie bathymétrique (avec la pente dans les milieux marins)
  • gradient (cours d’eau)
  • marées (eaux marines) – données mensuelles moyennes sur la hauteur de la marée
  • régimes de stratification (thermique et chimique)
  • barrières naturelles au passage des poissons
  • délimitation du panache de l’effluent
Influences anthropiques
  • quais, jetées, gares maritimes, marinas, rampes de mise à l’eau, aires publiques de loisirs
  • ponts, ouvrages de franchissement d’un cours d’eau et passages à gué
  • prises d’eau, rejets d’effluents, rejets d’eaux pluviales, trop-pleins d’égouts
  • dépotoirs
  • inventaire des sources de contaminants (ponctuelles et diffuses)
  • barrages, ponceaux, chutes d’eau et autres obstacles au passage des poissons
  • utilisation des terres environnantes
  • emplacement d’installations d’aquaculture
Caractéristiques des ressources aquatiques
  • emplacement des zones exposées et des zones de référence utilisées dans les études antérieures
  • espèces de poissons, crustacés et mollusques présentes (résidantes et migratrices)
  • abondance relative des espèces de poissons, crustacés et mollusques
  • utilisation des zones exposées et des zones de référence par les poissons, crustacés et mollusques (frayères, aires de croissance, etc.)
  • espèces rares, menacées ou en danger de disparition (le cas échéant)
  • pêches non commerciales (sportives et de subsistance)
  • pêches commerciales
  • zones de croissance des macrophytes
  • habitats d’invertébrés benthiques écologiquement pertinents avec leurs proportions relatives incluant :
    • la délimitation des zones d’érosion et de sédimentation
    • la classification des substrats
Systèmes et pratiques de protection de l’environnement
  • gestion de l’eau
  • traitement des effluents
  • temps de séjour
  • gestion des résidus miniers
  • lagunes tertiaires
  • stériles (y compris l’emploi des résidus de roche pour le remblayage des mines et la construction)

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2.2.1.1 Délimitation des panaches

La caractérisation du site doit comporter une description de la façon dont l’effluent se mélange dans la zone exposée, y compris une estimation de la concentration de l’effluent à 250 m de chacun des points de rejet final (annexe 5, alinéa 11a) du REMM). Pour les études de suivi biologique subséquentes, le plan doit comporter un sommaire des renseignements sur la caractérisation du site ainsi qu’une description détaillée des modifications apportées depuis la présentation de la dernière étude de suivi biologique, le cas échéant (annexe 5, alinéa 19(1)a)du REMM). La description devrait également fournir une indication du débit relatif de l’effluent et du cours d’eau récepteur, ainsi que les variations saisonnières des débits. Ces données fourniront une indication du taux de dilution. La description devrait aussi indiquer la densité de l’effluent et préciser dans quelle strate de la colonne d’eau l’effluent risque de séjourner avant de se mélanger complètement dans le plan d’eau récepteur. Cette estimation peut être établie à partir de mesures directes prises sur le terrain ou à l’aide de techniques de modélisation. Des précisions sur les mesures qui peuvent être prises sur le terrain sont fournies dans la présente section; toutefois, il est recommandé de valider les résultats de la modélisation par des mesures sur le terrain.

Une étude sur la population des poissons est effectuée dans le cas où la concentration de l’effluent dans la zone exposée est supérieure à 1 % à moins de 250 m du point de rejet final (annexe 5, alinéa 9b) du REMM). Si une telle étude n’est pas requise parce que la concentration de l’effluent est inférieure à 1 %, il est recommandé d’appliquer des méthodes plus rigoureuses de délimitation du panache pour documenter les concentrations de l’effluent dans la zone exposée.

La description de la façon dont l’effluent se mélange dans la zone exposée devrait comporter les éléments suivants :

  • une description de l’endroit où se trouve l’effluent dans la zone exposée avant de se mélanger aux eaux réceptrices;
  • une estimation de l’endroit dans la zone exposée où l’effluent commence à se mélanger aux eaux réceptrices et de l’endroit où le mélange est total;
  • une estimation du rapport de dilution de l’effluent à divers points en aval du point de rejet de l’effluent;
  • un inventaire des sources importantes de dilution autres que les eaux réceptrices principales (p. ex., tributaires ou autres cours d’eau);
  • et comment tout cela peut varier selon les marées et les saisons.

Pour des directives exhaustives sur la délimitation des panaches, il est possible de se procurer, sur demande, le Guide technique révisé pour la réalisation d’études de délimitation du panache des effluents (Environnement Canada, 2003), sur le site Web de l’ESEE(http://www.ec.gc.ca/esee-eem/default.asp?lang=Fr&n=A2CA9EEF-1). Ce guide a été élaboré pour le Programme d’ESEE des fabriques de pâtes et papiers, mais il peut également s’appliquer au Programme d’ESEE des mines de métaux. D’autres renseignements sur la délimitation du panache des effluents des mines de métaux sont fournis dans les paragraphes qui suivent.

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2.2.1.2 Mesures visant à établir la composition de l’effluent

Mesures de conductivité

Si la conductivité de l’effluent est constante durant la période de l’étude, la mesure de la conductivité peut aider à délimiter le panache de l’effluent dans la zone exposée. Les résultats peuvent être évalués de façon semi-quantitative, ou convertis en concentrations relatives d’effluent comprises entre 1 (effluent) et 0 (concentrations naturelles) à l’aide de la formule suivante :

Cr = (Ca – Cb)/(Ce – Cb)

où :

 

Ce = conductivité de l’effluent (µS/cm)
 
Cb = conductivité du milieu environnant (µS/cm)
 
Ca= conductivité mesurée à convertir (µS/cm)
 
Cr = concentration relative

La concentration relative est une expression du rapport de dilution. Les mesures de la température devraient être prises concurremment à celles de la conductivité, puisque la conductivité s’élève d’environ 2 % pour chaque hausse de température de 1 °C. De plus amples renseignements sur divers aspects théoriques de la délimitation du panache de l’effluent par l’étude de la conductivité sont présentés dans certains documents de référence (p. ex., Fischer et al., 1979; Freeze et Cherry, 1979).

Bien que les mesures de la conductivité puissent fournir des estimations valables et peu coûteuses de l’emplacement de l’effluent dans l’environnement récepteur, la variabilité naturelle de la conductivité dans les eaux de surface peut compliquer le repérage des limites du panache. Une telle variabilité peut être observée tant dans les mesures prises en profondeur qu’en surface. La présence de nombreux affluents ou plans d’eau récepteurs peut amplifier le problème.

Traçage à l’aide de métaux présents dans l’effluent

Il est également possible de situer de façon approximative le panache de l’effluent dans la zone exposée, en utilisant un paramètre de référence présent dans cet effluent et en suivant son devenir dans le temps et l’espace en mesurant ses concentrations dans des échantillons d’eau prélevés à des endroits précis. La sélection d’un tel traceur doit être fondée sur sa stabilité et sa constance de concentration, ainsi que sur sa représentativité et la facilité avec laquelle il peut être mesuré. Comme le paramètre choisi doit être une substance persistante, les métaux comme le cuivre ou le nickel peuvent être utilisés comme traceur « naturel ». Le sulfate est souvent un bon traceur d’effluents des mines de métaux usuels, en particulier dans les dépôts massifs de sulfures.

Il convient de rappeler que le paramètre de l’effluent choisi aux fins du traçage peut être présent en concentrations comparables (même ordre de grandeur) dans les eaux réceptrices. Le cas échéant, il faudrait éviter d’y avoir recours pour mesurer la dilution de l’effluent. D’autres paramètres propres à l’effluent peuvent être présents, mais en concentrations si faibles qu’ils sont difficiles à détecter. Plusieurs paramètres peuvent être présents en concentrations significativement plus élevées, faisant d’eux des traceurs parfaits pour la mesure de la dilution de l’effluent. Toutefois, en raison des complications engendrées notamment par les coûts des analyses, l’instabilité de la substance, des difficultés dans la prise de mesures ou le manque d’appareils de mesure adéquats in situ, ces paramètres ne s’avèrent pas toujours être des traceurs « naturels » appropriés. Par conséquent, le potentiel des métaux présents dans l’effluent à servir de traceurs pour délimiter le panache devrait être évalué au cas par cas.

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2.2.1.3 Cartographie et classification des habitats

Certains aspects de la cartographie et de la classification des habitats ainsi que de l’inventaire des ressources aquatiques font partie de la caractérisation du site. Toutefois, dans de nombreux cas, une cartographie plus détaillée des habitats peut faciliter l’identification des types d’habitats présents dans les zones d’exposition et de référence. La présente section fournit des directives pour la cartographie et la classification des habitats.

La méthode recommandée pour tracer une carte des habitats est de classifier ces habitats. Le cadre général recommandé pour la classification des caractéristiques aquatiques est le système de classification élaboré par le Fish and Wildlife Service (FWS) des États-Unis, appelé « Classification of Wetlands and Deepwater Habitats of the United States » (Cowardin et al., 1979; Busch et Sly, 1992). Ce système permet de classifier un large éventail d’habitats continentaux, aquatiques et semi‑aquatiques. Cowardin et al. (1979) donnent également des conseils sur la description des habitats côtiers et estuariens.

Frith et al. (1993), Booth et al. (1996), Robinson et Levings (1995), Hay et al. (1996) et Robinson et al. (1996) ont décrit des systèmes de classification des habitats littoraux jusqu’aux zones côtières profondes. La classification des habitats estuariens a été revue par Matthews (1993), Scott et Jones (1995), Finlayson et van der Valk (1995) et Levings et Thom (1994). Aux États-Unis, le système le plus utilisé est celui de Cowardin et al. (1979) et de Cowardin and Golet (1995), avec des ajouts proposés par d’autres auteurs.

Une liste d’exemples de conditions environnementales propres aux divers habitats est fournie ci-après :

Cours d’eau : Il est recommandé de veiller à ce que les descriptions d’habitats fluviaux comprennent des renseignements sur le gradient d’altitude; l’emplacement des barrages, des chutes et des autres obstacles à la migration du poisson; le débit annuel moyen et la gamme de ses variations; les caractéristiques générales des substrats de chaque cours d’eau (préférablement présentées sous forme de graphique indiquant le profil selon un gradient). Les apports d’aval et d’amont (p. ex., eaux pluviales, trop‑plein d’égouts, effluents d’autres sites industriels) devraient être cartographiés et décrits.

Lacs : Les caractéristiques importantes des habitats lacustres comprennent la bathymétrie, l’emplacement des principaux tributaires et exutoires ainsi que les conditions générales d’oxygénation et de température (p. ex., stratification thermique, épuisement de l’oxygène en profondeur).

Rivages côtiers : Les paramètres de cartographie additionnels suivants sont recommandés pour les rivages (marins, Grands Lacs); ils incluent les isobathes, les caractéristiques des substrats côtiers, la configuration du rivage et l’emplacement des affluents, d’autres sources de rejet et d’activités.

Estuaires : Les estuaires sont le mieux décrits par leurs gradients généraux de salinité, leurs débits, la bathymétrie et les caractéristiques générales de leur substrat. Une description des cycles de marée est recommandée pour tous les habitats marins ou estuariens. La plupart des caractéristiques susmentionnées peuvent être extraites de cartes maritimes ou topographiques et de publications gouvernementales sur les marées et les débits des cours d’eau enregistrés; elles peuvent être obtenues aussi au moyen d’entrevues auprès de fonctionnaires locaux et de personnes informées.

Milieux humides naturels : Un milieu humide désigne un sol qui est saturé d’eau suffisamment longtemps pour favoriser l’apparition de processus humides ou aquatiques, comme dans le cas des sols mal drainés, des hydrophytes et de divers types d’activités biologiques qui sont adaptées à un milieu humide (Équipe d’examen de l’ESEE des mines de métaux, 2007). Les milieux humides comprennent les tourbières ombrotrophes ou minérotrophes, les marais, les marécages et les eaux peu profondes (habituellement d’une profondeur de deux mètres ou moins) (Équipe d’examen de l’ESEE des mines de métaux, 2007). Durant l’examen du Programme d’ESEE des mines de métaux (2007), l’Équipe d’examen a recommandé d’éviter d’utiliser des milieux humides naturels pour les ESEE. Dans le cas où l’effluent terminal d’une mine de métaux s’écoule dans un milieu humide naturel, les ESEEdevraient être menées en aval du milieu humide en question s’il est impossible de le faire en amont. Cette recommandation est conforme à la Politique fédérale sur la conservation des terres humides, qui peut être consultée ici.

Il est recommandé de décrire les substrats benthiques. Il existe d’autres guides pertinents sur l’évaluation des habitats aquatiques, tels ceux publiés par Pêches et Océans Canada et le ministère de l’Environnement et des Parcs de la Colombie-Britannique (1987), Orth (1989), le ministère des Richesses naturelles de l’Ontario (1989), Plafkin et al. (1989) et Pêches et Océans Canada (1990).

Les zones de sédimentation dans la zone exposée devraient être identifiées et indiquées sur la carte des habitats. Toute caractéristique des sédiments (caractéristiques chimiques, toxicité) devrait être mentionnée. Les zones de sédimentation se forment aux endroits où le courant ralentit, ce qui permet le dépôt des particules. La sédimentation des particules les plus fines se produit dans les zones où le courant est le plus lent. Les données historiques sur les contaminants ou la communauté d’invertébrés benthiques peuvent guider la sélection des stations d’échantillonnage à l’intérieur d’un site de sédimentation de la zone exposée. Pour comparer les communautés d’invertébrés benthiques résidantes, il est recommandé de choisir des sites de dépôt de sédiments semblables (mais non contaminés) dans la zone de référence. Dans les cas où il y a un historique de contamination dont la source diffère de celle de la mine, deux zones de référence peuvent s’avérer utiles, l’une comportant des sédiments contaminés, et l’autre, sans sédiments contaminés.

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2.2.1.4 Inventaire des ressources aquatiques

Un inventaire des ressources aquatiques inclut l’identification des poissons, des mollusques et des crustacés résidants et de passage faisant l’objet d’une pêche commerciale et non commerciale (pêche sportive, y compris les poissons ensemencés, et pêche de subsistance) au moment où l’inventaire est réalisé. Il faut accorder une attention particulière aux espèces de poissons dont les populations sont suffisamment nombreuses pour être considérées comme des espèces sentinelles et noter l’utilisation de la zone exposée par les poissons (p. ex., frayère, nourricerie). En outre, il convient également de documenter la présence de toutes les espèces rares, en voie de disparition ou menacées qui ont été désignées par un organisme fédéral, provincial ou territorial. Le site Web (www.cosepac.gc.ca) du Comité sur la situation des espèces en péril au Canada (COSEPAC), les biologistes des pêches des organismes de réglementation et des musées fédéraux, provinciaux et territoriaux, les agents de conservation locaux et des membres de collectivités locales (pêcheurs, autochtones et groupes d’intérêt public) constituent d’autres sources d’information.

Le succès éventuel de tout programme sur le terrain est d’autant plus grand que la zone d’étude est bien connue. Il est recommandé de réaliser des travaux sur le terrain afin de vérifier les données historiques, si ces renseignements ne sont pas exhaustifs ou récents.

Les poissons ensemencés ne conviennent guère aux ESEE, car il s’agit surtout de poissons de pêche sportive, et ils ne constituent pas des espèces indicatrices appropriées, puisque leur croissance et leur reproduction peuvent dépendre de la méthode et de la période d’ensemencement et d’élevage. De plus, le succès de reproduction des poissons ensemencés est généralement faible, de sorte que cet indicateur d’effet clé ne peut être évalué.

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2.2.1.5 Système de classification pour la sélection des zones de référence

Étant donné que les caractéristiques des zones de référence varient selon le paysage, des méthodes de classification ont été développées pour les zones terrestres où s’écoulent des cours d’eau et où se trouvent des lacs dans le but de prévoir les associations biotiques en milieu aquatique (Corkum, 1989, 1992; Hughes, 1995; Maxwell et al., 1995; Omernik, 1995). Un système de classification est une façon de simplifier les méthodes d’échantillonnage et les stratégies de gestion en fournissant une représentation organisée d’un paysage variable (Conquest et al., 1994). Ce système, qu’on suppose hiérarchique, présente l’avantage de permettre la distinction entre les caractéristiques du paysage à différentes échelles de résolution (Conquest et al., 1994). Le système de classification (avec modifications) est basé sur un système mis au point par le Service des forêts du ministère de l’Agriculture des États‑Unis (Maxwell et al., 1995). Le système de classification hiérarchique se veut un guide a priori de sélection des zones d’échantillonnage.

Répartition des zones de référence et des zones exposées selon l’habitat

Les points suivants devraient être considérés durant la sélection des zones et/ou des stations de référence et d’exposition.

Cours d’eau

  • La taille du bassin versant choisi dépend de l’ordre du cours d’eau. Par exemple, si une mine est située sur les rives d’un cours d’eau de deuxième ordre, le bassin versant s’arrête à l’endroit où le cours d’eau devient un cours d’eau de troisième ordre (à la jonction de deux cours d’eau de deuxième ordre).
  • S’il n’existe aucune source ou facteur de confusion en amont, les zones de référence peuvent être choisies dans le même bassin versant, en amont de la mine.
  • Si des facteurs de confusion, comme des sources diffuses ou ponctuelles, ont été détectés en amont de l’effluent, la ou les zones de référence doivent être choisies dans un bassin versant adjacent présentant des habitats comparables (figure 4-4).
  • Si la perturbation physique de la vallée fluviale est liée à l’exploitation de la mine, les effets de l’effluent peuvent être difficiles à distinguer de ceux de la perturbation. Par conséquent, les zones de référence choisies devraient dans la mesure du possible être sous l’influence d’une perturbation physique comparable.
  • La zone exposée et la zone de référence devraient avoir les caractéristiques suivantes en commun : écorégion, superficie du bassin versant, ordre du cours d’eau, largeur de débordement, gradient de pente, caractéristiques du lit, types d’habitat, profondeur de l’eau, vitesse du courant, composition du substrat, végétation des rives, structure des rives, utilisation des terres, etc.

Lacs

  • Dans le cas des lacs qui reçoivent l’effluent d’une seule mine et où il n’y a pas de source diffuse de pollution, il faudrait déterminer la sphère d’influence de l’effluent. Cela est particulièrement important pour les lacs où l’écoulement de l’effluent n’est pas unidirectionnel.
  • Si des études de traçage et des études précédentes indiquent que les effets de l’effluent sont localisés et restreints, il convient de choisir la ou les zones de référence dans le lac où la mine rejette son effluent. Ces zones devraient se trouver dans des baies ou bassins séparés, mais comparables, du lac.
  • Si les études effectuées à l’aide de traceurs révèlent que l’effluent se disperse dans tout le lac, il convient de choisir la ou les zones de référence dans les lacs présentant des caractéristiques semblables les plus proches dans le même bassin versant ou un bassin adjacent.
  • Si d’autres sources diffuses ou ponctuelles existent ailleurs dans le lac, il convient de choisir la ou les zones de référence dans le lac présentant des caractéristiques semblables les plus proches dans le même bassin versant ou un bassin adjacent.
  • Si l’effluent est associé à une perturbation physique dans la région, la présence de cette perturbation peut compliquer l’évaluation des effets de l’effluent. Dans la mesure du possible, il convient alors de choisir des zones de référence présentant des caractéristiques physiques similaires.
  • La zone exposée et la zone de référence devraient avoir les caractéristiques suivantes en commun : écorégion, origine géologique, superficie du bassin versant, morphométrie, pente du littoral, types d’habitat, composition du substrat, végétation des rives, structure des rives et utilisation des terres, etc.

Milieux marins

  • La zone de référence devrait être comprise dans le même plan d’eau que la zone exposée et être soumise aux mêmes régimes de courant hydrographique et de marée que cette dernière. En d’autres mots, elle devrait être le plus près possible de la zone exposée. Les communautés d’invertébrés benthiques des milieux marins sont beaucoup plus riches en espèces que celles des écosystèmes d’eau douce. Elles présentent des rapports trophiques plus complexes, une gamme faunistique beaucoup plus large et des stratégies reproductives plus diversifiées. En raison de cette complexité et des nombreuses interactions des espèces d’invertébrés benthiques des milieux marins, de faibles variations des conditions physiques ou chimiques peuvent modifier profondément la faune benthique dans son ensemble. Si on ajoute à cette différence l’effet d’une variation croissante de la colonisation larvaire aléatoire en fonction de la distance géographique (« dérive » géographique dans la structure de la communauté) et les barrières physiques d’un milieu côtier complexe, il est très rare qu’on puisse trouver des communautés d’invertébrés semblables d’une baie ou d’un fjord à l’autre, et il est très difficile de prédire la structure particulière d’une communauté benthique à partir de facteurs liés aux sédiments (pour une analyse récente des interactions des invertébrés marins et des sédiments, voir Snelgrove et Butman, 1994). Pour être en mesure de conclure avec un niveau de confiance raisonnable à l’existence d’un degré de similitude suffisant entre les communautés benthiques « naturelles » d’une zone côtière donnée et celles de la zone voisine, il devrait exister entre les deux un échange d’eau suffisant. Cette situation est plus probable dans les zones côtières ouvertes que dans les baies et les fjords isolés.
  • Les zones de référence qui ne sont pas comprises dans le même plan d’eau ou régime hydrographique risquent de ne pouvoir servir qu’à une comparaison sommaire de caractéristiques telles que les variations de l’abondance et de la richesse spécifique. Si les conditions d’habitat sont suffisamment semblables à celles de la zone exposée, il sera également possible de comparer des facteurs biotiques agissant à plus grande échelle, comme la présence de taxons caractéristiques présentant une longévité plus longue et vivant à des profondeurs ou sur des supports déterminés, appelés « communautés parallèles » (Thorson, 1957).
  • La zone de référence devrait présenter un fort degré de similitude avec la zone exposée pour ce qui est du type d’habitat, de la structure du littoral (escarpé, montagneux, delta, marais, etc.), de la topographie du fond (seuil, banc de sable, exposition aux influences océaniques, etc.), du type de substrat (taille des particules, classement granulométrique, chimie naturelle), de la profondeur, des régimes de courant, des propriétés physiques de l’eau, des régimes de nutriants, des sources et des caractéristiques de drainage.
  • Certains aspects particuliers doivent être pris en compte pour déterminer si les zones de référence conviennent aux mines en milieux marins et estuariens. De nombreux facteurs physiques, dont la salinité (y compris les apports saisonniers d’eau douce), les marées (et les courants de marée) et les sulfures présents dans les sédiments, contribuent à rendre les milieux estuariens ou marins plus complexes que les milieux d’eau douce. L’érosion par la glace et l’accumulation de glace, le gel, la stagnation de la colonne d’eau provoquée par l’élévation du ruissellement d’eau douce en été, la remise en suspension des matières particulaires par le gel en surface en hiver, la présence de digues ou d’estacades, les taux exceptionnels d’envasement causés par l’exploitation forestière et les inondations périodiques, sont au nombre des autres facteurs physiques importants qui doivent également être pris en compte.
  • Outre les caractéristiques importantes susmentionnées, les éléments suivants doivent être similaires entre les zones de référence et les zones exposées :
    • Zones intertidales : pente du littoral, exposition aux vagues, éclairage et exposition aux marées, végétation du littoral, organismes incrustés (une partie de ces organismes peuvent toutefois faire partie des taxons benthiques dont on cherche à évaluer les réponses à l’effluent de la mine).
    • Zones subtidales : stabilité saisonnière de la colonne d’eau et appauvrissement en oxygène au fond de l’eau (stagnation).

Écorégions

La première étape de la sélection des zones de référence consiste à déterminer les attributs terrestres (écorégions) ayant des caractéristiques semblables. On entend par écorégion la partie d’une écoprovince présentant des réponses écologiques distinctes au climat, révélées par la végétation, les sols, l’eau et la faune (Wiken, 1986; Wickware et Rubec, 1989). On peut consulter des cartes des écorégions du Canada sur le site Web suivant.

Bassins versants et échelles géographiques

Les bassins versants ont des limites bien déterminées. Un bassin versant est défini comme l’ensemble des pentes inclinées vers un même cours d’eau et y déversant leurs eaux de ruissellement. Bien qu’il se produise des échanges entre les biotes de divers bassins, l’évolution géoclimatique des grands bassins (échelle de 1:2 000 000) crée des obstacles à la dispersion, à savoir les lignes de partage des eaux et le climat (Maxwell et al., 1995). Il est essentiel d’établir l’échelle géographique convenant à la conception de l’étude. Dans le cas des études synoptiques de grande échelle visant à établir des relations entre les caractéristiques des paysages et les biotes aquatiques, l’échelle cartographique adoptée pour les bassins hydrographiques est de 1:250 000 (Corkum, 1989, 1992, 1996; Reynoldson et Rosenberg, 1996). Ces bassins sont ensuite subdivisés en sous‑bassins de plus en plus petits.

Les interactions des zones terrestres et des zones aquatiques quant au transport des sédiments et des nutriants à partir des terres et de sources en amont doivent faire partie intégrante de l’élaboration de modèles prévisionnels établissant un lien entre les variables environnementales et les biotes qui leur sont associés. Les bassins versants peuvent être compris dans une écorégion ou ils peuvent traverser des écorégions différentes. La faune aquatique est plus uniforme dans les bassins versants faisant partie de la même écorégion que dans ceux qui se trouvent dans différentes écorégions (Corkum, 1992; Hughes et al., 1994).

Utilisation des terres et zones tampons de végétation

Bien que les écorégions soient définies en fonction du climat et de la végétation naturelle, cette dernière est perturbée par les activités humaines. Le type d’utilisation des terres est un moyen simple de mesurer les perturbations subies par un bassin. S’il s’est produit des changements dans l’utilisation des terres (p. ex., défrichage à des fins agricoles, exploitation forestière ou incendie), la communauté biotique des eaux réceptrices réagira à ces changements (Corkum, 1992, 1996). Il faut donc sélectionner des zones où les modes d’utilisation des terres sont comparables.

Dans toutes les zones d’échantillonnage, il faudrait noter la largeur et le type des bandes tampons de végétation bordant les cours d’eau et les lacs. Dans les zones de référence où la perturbation due aux activités humaines est inévitable, les zones tampons atténuent les fluctuations de température en produisant de l’ombre (Budd et al., 1987), éliminent ou réduisent le transport des sédiments par ruissellement (Young et al., 1980) et régularisent l’entrée des nutriants et des métaux dans les plans d’eau (Peterjohn et Correll, 1984).

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2.2.1.6 Cadre pour les cours d’eau

La conception des échantillonnages dans les cours d’eau offre un cadre permettant de caractériser les habitats à différentes échelles (Meador et al., 1993). Ce cadre repose sur l’organisation des cours d’eau dans l’espace hiérarchique et sur leur évolution dans le temps (Frissell et al., 1986). Le système fluvial comprend plusieurs niveaux hiérarchiques ou emboîtés : bassin versant ou de drainage, segment de vallée, tronçon de cours d’eau et unité de chenal (Conquest et al., 1994).

Segments de vallée et ordre des cours d’eau

Les segments de vallée sont des parties des bassins versants qui ont des propriétés géomorphologiques et des caractéristiques quant au transport hydrologique qui les distinguent des autres segments (Cupp, 1989). Montgomery et Buffington (1993) ont établi trois types de segments de vallée : le segment colluvial (avec ou sans canaux), le segment alluvial et la roche en place. Les segments de vallée peuvent être le siège de dépôts colluviaux (sédiments et matières organiques accumulés à la faveur de glissements de terrain) ou alluviaux (sédiments transportés par l’écoulement des eaux). Le troisième type de segment de vallée comporte peu de sol et est dominé par la roche en place.

On distingue les segments de vallée les uns des autres selon six critères (Conquest et al., 1994) :

  1. l’ordre des cours d’eau (la position dans le réseau hydrographique);
  2. l’inclinaison des pentes de la vallée;
  3. le rapport entre la largeur du fond de la vallée et la largeur du chenal des cours d’eau;
  4. la pente des chenaux;
  5. les dépôts superficiels géomorphologiques dans les corridors riverains;
  6. la configuration des chenaux.

On attribue un ordre hydrographique à chaque segment de chenal (Strahler, 1957) en fonction d’une échelle particulière de carte ou de photographie aérienne (p. ex., 1:250 000) (Newbury et Gaboury, 1993).

Tronçons de cours d’eau

Les tronçons de cours d’eau consistent en associations homogènes de caractéristiques topographiques et d’unités géomorphologiques des chenaux (Bisson et Montgomery, 1996). Ils peuvent servir à prévoir la réaction locale des cours d’eau à des perturbations (Montgomey et Buffington, 1993) et ils sont utiles pour l’évaluation de la qualité des habitats, de la productivité aquatique, de la distribution des poissons et de l’état de santé des cours d’eau (Maxwell et al., 1995). Leur classification est effectuée à des échelles cartographiques allant de 1:12 000 à 1:24 000. Les critères de classification des tronçons de cours d’eau sont les suivants :

  • configuration des chenaux;
  • encaissement des chenaux;
  • largeur des chenaux;
  • rayon hydraulique;
  • superficie du bassin;
  • nature des matériaux du lit des chenaux;
  • pente du cours d’eau;
  • forme du lit;
  • végétation riveraine.

Des approches plus simples ont été adoptées pour l’identification des tronçons de cours d’eau. Par exemple, un chenal rectiligne possède un lit ondulé et se distingue par l’alternance de seuils et de bassins à des intervalles de cinq à sept fois la largeur du chenal (Leopold et al., 1964; Leopold, 1994). Selon Newbury (1984), la longueur d’un tronçon de cours d’eau équivaut à six fois la largeur du chenal.

Unité de chenal

Les unités de chenal sont des subdivisions de tronçons de cours d’eau où les microhabitats sont uniformes quant à la profondeur et au débit et qui servent à déterminer les facteurs qui limitent les populations d’invertébrés et de poissons à l’intérieur d’un tronçon. Hawkins et al. (1993) ont proposé un système à trois niveaux dans lequel le premier niveau distingue les seuils des bassins. Le deuxième niveau identifie les seuils à écoulement turbulent et non turbulent et distingue les bassins formés par affouillement des bassins formés par un barrage. Ces derniers retiennent davantage de sédiments et de débris organiques et ont une plus grande couverture que les bassins formés par affouillement. Le troisième niveau distingue les microhabitats en fonction des processus et de la structure hydrauliques. En général, les chenaux n’ont pas plus de 10 m de longueur et ne peuvent pas être cartographiés à une échelle convenant à la gestion des terres.

Critères de subdivision des seuils :

  • gradient ou profil de la surface de l’eau;
  • pourcentage d’écoulement torrentiel;
  • rugosité du lit;
  • vitesse moyenne du courant;
  • développement de paliers.

Critères de subdivision des bassins :

  • position (dans le chenal principal du cours d’eau ou à l’extérieur);
  • profils longitudinaux et transversaux de profondeur;
  • caractéristiques du substrat;
  • contraintes favorisant la formation de bassins.

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2.2.1.7 Cadre pour les lacs

L’origine géologique, l’hydrologie et la morphométrie des lacs, déterminées à l’aide de cartes et de photographies aériennes, sont d’importants moyens de reconnaître les interactions des sédiments et de l’eau et d’évaluer la productivité des lacs (Wetzel, 1975). Bien qu’on puisse prévoir la stratification thermique à partir des caractéristiques morphologiques, des vérifications sur le terrain demeurent nécessaires. L’échelle utilisée pour l’étude des lacs est généralement de 1:24 000 ou de 1:63 000 (Maxwell et al., 1995).

Origine, emplacement et liens hydrologiques

Les lacs de référence et les lacs exposés devraient être comparables en ce qui concerne l’origine, l’emplacement et les liens hydrologiques. La géologie des lacs influe sur les caractéristiques physiques, chimiques et biologiques des plans d’eau. Par exemple, Hutchinson (1957) a dénombré 11 types de processus géomorphologiques : tectonique, volcanique, glissements de terrain, activité glaciaire, solution, fluviatile, éolien, riverains, accumulation de matières organiques, barrages d’origine anthropique et naturelle, impact de météorites. La géologie de surface et l’emplacement (altitude, latitude et longitude) influent sur la chimie et les régimes thermiques des lacs (Winter, 1977). Ces variables, qui sont prises en compte par les cartes, permettent de prévoir la composition biologique et la productivité des lacs (Dolman, 1990; Winter et Woo, 1990). Les liens hydrologiques, c’est-à-dire les liens entre un lac et les eaux superficielles ou souterraines, permettent d’obtenir des données de prévision sur le biote des lacs (Maxwell et al., 1995). Maxwell et al. (1995) décrivent trois types de liens hydrologiques : liens fluviaux (tributaire et/ou exutoire ou non connectés), liens avec les eaux souterraines (gains, pertes, équilibre ou absence de réalimentation) et régime d’accumulation des eaux (permanent ou intermittent).

Morphométrie

Les données sur la morphométrie des lacs servent depuis longtemps à prévoir les productions de poissons (Ryder, 1965; Kerr et Ryder, 1988) et à déterminer la diversité des espèces (Eadie et Keast, 1984; Marshall et Ryan, 1987). Avec l’exception de la profondeur (et du volume), d’autres caractéristiques peuvent être fournies par les cartes. Les graphiques hypsométriques (profondeur-superficie cumulatives ou profondeur-volume cumulatifs) sont utiles pour comparer les formes des bassins lacustres et prévoir les superficies ou les volumes à des fins de régularisation du niveau de l’eau des réservoirs. Parmi les paramètres morphologiques courants des lacs, on retrouve la superficie, le volume, la profondeur moyenne et maximale, l’aménagement des rives et le temps de séjour hydraulique.

État trophique

De nombreux systèmes de classification de lacs sont fondés sur une mesure de productivité (lacs oligotrophes, mésotrophes et eutrophes). Les lacs dystrophes, qui constituent un quatrième type, correspondent à des lacs recevant de grandes quantités de matières organiques provenant de sources extérieures. Ils sont fortement colorés, et c’est pour cette raison qu’ils sont connus comme lacs à eau brune. Les lacs dystrophes ont une faible productivité, et certains limnologues les considèrent comme une sous-classe des lacs oligotrophes. Les variables suivantes servent à décrire l’état trophique des lacs :

  • oxygène dissous;
  • mélange thermique (stratification des lacs);
  • phosphore total;
  • phosphore réactif soluble;
  • azote total;
  • nitrites + nitrates;
  • ammonium;
  • chlorophylle a;
  • transparence;
  • matières organiques.

Zones

Les lacs sont divisés en zones : la zone d’eau libre, appelée pélagique, la zone littorale, peuplée de plantes autotrophes, et un milieu benthique plus profond dépourvu de végétation, la zone profonde. Les zones de référence et d’exposition devraient toujours être situées dans la même zone.

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2.2.1.8 Utilisation des données de toxicité sublétale pour la caractérisation des sites

Comme des données historiques de toxicité sublétale pour une partie ou la totalité des essais requis (voir le chapitre 6) ont été produites pour des effluents rejetés par un certain nombre de mines dans diverses régions du Canada, l’exploitant d’une mine pourrait juger pertinent d’utiliser ces informations durant la caractérisation du site, pour les motifs suivants :

  1. Aider à la sélection des zones d’échantillonnage des poissons ou des communautés d’invertébrés benthiques. Si l’exploitant ne dispose d’aucune donnée de terrain historique sur les populations de poissons, leurs sources de nourriture ou leurs habitats dans la zone exposée, il peut utiliser les données historiques de toxicité sublétale de l’effluent (si elles sont de qualité satisfaisante) pour estimer la zone d’influence potentielle en vue de sélectionner les zones d’échantillonnage aux fins de l’étude des populations de poissons ou de la communauté d’invertébrés benthiques dans le cadre de la première étude de suivi (c.-à-d. pour estimer l’ampleur de la réponse dans la zone la plus exposée à l’effluent). De plus amples renseignements sur la façon d’estimer la portée géographique d’une réponse à la toxicité sublétale sont présentés au chapitre 6.
  2. Aider à la comparaison des sources de rejet d’effluents. Si des effluents sont rejetés à plusieurs endroits sur un site minier, l’un des essais de toxicité sublétale recommandés peut être utilisé pour déterminer le degré de toxicité sublétale attribuable aux différentes sources de rejet d’effluents (voir le chapitre 6).

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2.2.1.9 Caractéristiques des environnements miniers

De nombreuses mines et activités minières partagent certaines caractéristiques environnementales communes. Ces caractéristiques sont brièvement présentées dans les sections qui suivent.

Proximité des eaux d’amont : De nombreux sites miniers sont situés à proximité des eaux d’amont de cours d’eau. Dans certains cas, l’effluent peut contribuer de façon significative au débit du cours d’eau en aval du point de rejet. La contribution de l’effluent au débit du cours d’eau influe sur la façon de caractériser la zone exposée. Du fait de leur taille, de leur gradient ou de leur débit intermittent, les cours d’eau d’amont constituent souvent des habitats peu propices pour les poissons. Par conséquent, les effluents miniers sont souvent rejetés dans des eaux réceptrices n’abritant aucune population de poissons, ou n’abritant que des populations peu nombreuses, quoique les effluents dilués finissent généralement par atteindre des habitats de poissons. Néanmoins, certaines espèces de poissons utilisent souvent les eaux d’amont qui leur sont accessibles à un stade quelconque de leur cycle vital, comme lors de la fraie; cette information devrait être prise en considération au moment de la conception d’une ESEE. Les mines auront peut-être à se déplacer progressivement en aval jusqu’à ce qu’elles atteignent un secteur dont le nombre et la variété d’espèces de poissons soient appropriés; cependant, les mines devraient d’abord évaluer les populations de poissons dans le milieu récepteur immédiat.

Qualité et volume des effluents : La qualité et la quantité des effluents miniers sont sous l’influence de plusieurs facteurs, dont la nature du minerai et de la roche hôte, les procédés de traitement du minerai, les méthodes de traitement des effluents ainsi que le climat et l’hydrologie propre au site. Les taux de rejet d’effluents varieront tant en volume qu’en durée, dépendamment des caractéristiques du site. Au Canada, certaines mines tiennent compte des saisons pour le rejet de leurs effluents. La dégradation naturelle de certaines substances, comme le cyanure et l’ammoniac, est réduite par temps froid, ce qui peut rendre difficile le respect des limites de rejet. Pour ces motifs, les eaux usées sont souvent rejetées au printemps et à l’été. Elles peuvent également l’être au début du printemps afin de permettre la libération des grandes quantités d’eau provenant de la fonte des neiges qui se sont accumulées pendant les mois d’hiver.

La présence de poissons dans le milieu récepteur initial peut également influer sur le volume d’effluents rejetés. Par exemple, la nécessité de protéger les poissons qui passent l’hiver dans des bassins, lorsque le débit naturel des cours d’eau est minimal, peut inciter une mine à réduire ses rejets dans la zone exposée. D’autres mines minimisent leurs rejets à la fin de l’été, lorsque le débit est faible et que les poissons s’apprêtent à frayer. À l’inverse, certaines mines peuvent accroître leurs rejets au printemps, profitant du fait que les débits sont élevés pour évacuer une partie de leurs réserves d’eau. Toutefois, ce ne sont pas toutes les mines qui disposent de réservoirs d’une capacité assez grande pour leur permettre d’optimiser le rejet de leurs effluents.

Comme les corps minéralisés diffèrent les uns des autres, chaque effluent possède des caractéristiques propres. Chaque minerai est différent, non seulement d’une mine à l’autre, mais aussi à l’intérieur d’une même exploitation. Un corps minéralisé peut contenir des concentrations variables de certains minéraux. En outre, si la durée de vie d’une mine peut être brève, l’usine située sur le site minier peut traiter du minerai provenant de plusieurs mines. Pratiquement toutes les mines évacuent dans leurs effluents un assemblage particulier de substances préoccupantes influant sur les caractéristiques du site sur le plan de la biodisponibilité et de la dureté de l’eau. Toutefois, du fait des similarités qui caractérisent les procédés d’exploitation utilisés par les mines d’une région donnée, la réalisation d’un plan d’ESEEapplicable à l’échelle régionale peut permettre l’optimisation des ressources.

Les mines incorporent diverses méthodes de traitement des effluents (p. ex., ajout de chaux, bassins de décantation, usines de traitement d’eau) dans leurs procédés, et le type et l’efficacité de chacune de ces méthodes influeront sur la qualité de l’effluent qu’elles rejettent dans l’environnement. Le temps de séjour dans les bassins de décantation peut avoir des répercussions sur la composition de l’effluent. À titre d’exemple, la dégradation du cyanure et le dépôt des matières particulaires sont fonction du temps. Un temps de séjour suffisamment long peut ainsi modifier les concentrations dans l’effluent.

Géologie locale : L’emplacement de la mine est déterminé par la géologie régionale et l’endroit exact où se trouvent les gisements de minerai. La minéralisation locale autour des gisements de minerai influe sur les concentrations naturelles de métaux dans les cours d’eau. Par conséquent, ces concentrations sont souvent plus élevées dans les cours d’eau situés près des sites miniers; il faudrait donc en tenir compte dans le choix des zones de référence, afin d’optimiser la comparaison des données avec celles de la zone exposée.

Biodisponibilité desmétaux : La biodisponibilité des métaux est un élément important à prendre en considération lorsqu’on évalue les effets des effluents miniers dans le cadre du Programme d’ESEE, car les chercheurs continuent d’identifier des facteurs modificateurs qui peuvent influer sur cette biodisponibilité. Par exemple, on peut atténuer les effets des métaux solubles sur le biote au cours du traitement des effluents (p. ex., par l’ajout de chaux pour précipiter les métaux). De plus, les effets des effluents miniers et des sédiments associés sur le milieu aquatique peuvent varier tout au long de la durée de vie de la mine en fonction des variations de la biodisponibilité de certains paramètres.

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2.2.2 Zones d’exposition et de référence

Une zone est définie qualitativement pour les besoins de l’échantillonnage et se rapporte à l’échelle géographique appropriée contenant un ou plusieurs sites d’échantillonnage appelés « stations ». Une station est un site d’échantillonnage fixe qui peut être reconnu, défini quantitativement (p. ex., latitude et longitude), et où l’on peut procéder à plusieurs échantillonnages. Dans le Programme d’ESEE, la zone d’étude globale est divisée en zones de référence et en zones exposées pour le plan axé sur le contrôle et l’impact ou, à l’intérieur d’une zone exposée où la concentration de l’effluent diminue graduellement, pour le plan par gradients. Dans le REMM, la zone exposée est définie comme étant « les eaux où vivent des poissons et l’habitat du poisson qui sont exposés à un effluent », et la zone de référence est définie comme étant « les eaux où vivent des poissons et où se trouve un habitat du poisson, qui ne sont pas exposées à un effluent et qui présentent, dans la mesure du possible, les caractéristiques les plus semblables à celles de la zone exposée » (annexe 5, article 1 du REMM).

2.2.2.1 Sélection du point de rejet final aux fins du suivi

Lorsque la mine a plus d’un point de rejet final, il est recommandé de faire l’échantillonnage dans une zone exposée où l’effluent présente le plus grand risque d’effets négatifs sur le milieu récepteur. La charge de substances nocives dans l’effluent, la façon dont l’effluent se mélange dans la zone exposée et la sensibilité du milieu récepteur devraient être prises en compte dans le choix du point de rejet final qui servira au suivi biologique.

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2.2.2.2 Choix des zones exposées et des zones de référence

Le choix des zones d’échantillonnage est l’un des éléments les plus critiques du plan d’étude et devrait être effectué minutieusement pour maximiser la qualité de l’information fournie par l’étude. Le plan d’étude dépend du site, et divers exemples de plans d’étude sont fournis au chapitre 4. Toutefois, le présent guide n’empêche nullement l’exploitant de proposer d’autres plans d’étude appropriés au site.

2.2.2.2.1 Zones exposées

Le prélèvement d’échantillons dans la zone exposée devrait être fait près du point de rejet de l’effluent où l’on présume que des effets se feront sentir. De préférence, les zones d’échantillonnage renfermeront un habitat approprié pour la communauté d’invertébrés benthiques et les populations d’espèces de poissons choisies. Le plan d’étude devrait également tenir compte de l’utilisation de la zone exposée par les poissons (p. ex., frayère, nourricerie). La détermination de la zone exposée et des caractéristiques des habitats qu’elle renferme devrait précéder le choix des zones de référence, car les caractéristiques physiques et chimiques de ces dernières devront autant que possible correspondre à celles de la zone exposée (avant qu’elles ne changent après le rejet de l’effluent).

La zone exposée peut renfermer un certain nombre de milieux récepteurs (p. ex., différents ordres de cours d’eau, lacs ou marais, milieux estuariens à marins, ou milieux intertidaux à infralittoraux) et divers types d’habitats. Dans la plupart des cas, les limites de la zone exposée sont déterminées par la zone de mélange de l’effluent. La zone exposée peut comporter une zone fortement exposée à l’effluent et une zone peu exposée à l’effluent, zones que l’on qualifie souvent de « rapprochées » ou d’« éloignées ». On peut utiliser d’autres zones d’échantillonnage dans la zone exposée durant le suivi visant à évaluer l’ampleur et la portée géographique des effets, ou durant le suivi périodique pour mieux étudier ou déterminer les besoins propres au site. Les zones les plus exposées à l’effluent (zones rapprochées) se trouvent à l’extérieur de la zone initiale de rejet (décrite ci‑dessous) et sont plus fortement exposées à l’effluent que les zones éloignées. La zone initiale de rejet est la zone où la vitesse d’écoulement de l’effluent dépasse celle des eaux réceptrices et où l’effluent flotte. Elle est souvent caractérisée par une turbulence apparente et ne s’étend généralement pas sur plus de 5 à 50 m en aval de l’émissaire. Au moins une des stations dans les zones les plus exposées à l’effluent (zones rapprochées) devrait être située le plus près possible du point de rejet, mais à l’extérieur de la zone initiale du rejet. Aux fins des études sur l’ampleur et la portée géographique, la zone exposée doit s’étendre le long du gradient de concentration de l’effluent pour inclure des zones peu exposées (zones éloignées). La zone exposée s’étend géographiquement jusqu’au point où les conditions de référence sont rétablies (la zone exposée et la zone de référence ont été définies plus haut). Il est recommandé de délimiter les zones peu exposées à l’effluent à proximité de la limite de la zone de mélange de l’effluent. De multiples stations d’échantillonnage dans chacune des zones délimitées devraient être utilisées pour déterminer les variations spatiales. Dans un plan d’étude par gradient, il n’y a pas de zone de référence telle quelle, mais les variables de réponse sont évaluées le long du gradient d’exposition.

En pratique, il y aura probablement presque toujours une ou plusieurs zones peu exposées à l’effluent (zones éloignées) pour les échantillonnages autres que ceux du poisson (p. ex., eau, sédiments, benthos). Le choix de l’emplacement des zones peu exposées à l’effluent (zones éloignées) doit être fait de telle sorte que chaque zone comporte un degré différent d’exposition à l’effluent. Toutes les zones exposées devraient être situées, si possible, de façon à éviter ou à réduire au minimum l’exposition à des rejets ne provenant pas de la mine.

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2.2.2.2.2 Zones de référence

Les zones de référence ne présentent pas nécessairement les mêmes caractéristiques qu’elles avaient avant l’arrivée des premiers colons européens. Toutefois, les impacts anthropiques non liés à l’exploitation de la mine doivent être similaires à ceux observés dans les zones exposées (Simon, 1991; Omernik, 1995). Si possible, la zone de référence devrait être située dans le même plan d’eau que le point de rejet de l’effluent, mais en amont de ce point ou hors de la zone d’influence de l’effluent. Elle devrait également présenter des caractéristiques physiques et biologiques appropriées et se trouver hors de la zone d’influence de la mine ou d’autres facteurs confusionnels. Lorsqu’une mine est située en bordure d’un plan d’eau (p. ex., présence de barrages et de réservoirs en amont), la zone de référence devrait être située dans un plan d’eau adjacent présentant des caractéristiques similaires ou dans un affluent non exposé du plan d’eau récepteur. Il est également possible de prélever des échantillons dans plusieurs zones exposées situées à une distance croissante du point de rejet, selon un gradient d’exposition (plan par gradients). Au besoin, plus d’une zone de référence peut être utilisée. Au cours de l’étude sur l’ampleur et la portée géographique, il sera peut-être nécessaire de prélever des échantillons dans plusieurs zones de référence si divers types d’habitat sont échantillonnés dans la zone exposée. L’application d’une approche plus régionale prévoyant, par exemple, l’échantillonnage de plusieurs cours d’eau non exposés dans la région (c.-à-d. une approche fondée sur les conditions de référence) peut également être envisagée, en particulier pour les études des communautés d’invertébrés benthiques.

S’il existe des données de suivi historiques, la mine devrait envisager d’utiliser les mêmes zones d’échantillonnage à la condition que celles-ci satisfassent aux exigences du Programme d’ESEE. Ainsi, les données recueillies dans le cadre du Programme d’ESEEpourront être comparées aux données historiques.

Les données de référence (recueillies avant le début du rejet de l’effluent) et l’utilisation de zones de référence multiples peuvent faciliter l’interprétation des données. Il est possible d’utiliser les données historiques comme fondement pour déterminer les effets, mais ces données devraient être traitées comme des données additionnelles aux données de la mine. En effet, le plan d’étude devrait toujours comprendre l’échantillonnage de zones de référence et exposées (ou suivre un plan par gradients). De cette façon, les mêmes conditions de base seront utilisées, et les changements observés ne seront pas attribués indûment à l’effluent minier, parce que des changements dans les paramètres peuvent être dus à des modifications des conditions environnementales (p. ex., inondations ou variations des températures annuelles). Une zone de référence devrait être utilisée de façon à permettre de caractériser les changements causés par l’activité de la mine par rapport à ceux qui ne le sont pas. Les praticiens peuvent également profiter de l’évaluation environnementale des nouveaux projets pour fournir des renseignements supplémentaires au Programme d’ESEE(Kilgour et al., 2007).

Lorsque c’est possible, les zones d’échantillonnage retenues pour différents volets (poissons, communautés d’invertébrés benthiques, qualité de l’eau) devraient être les mêmes. Les caractéristiques des espèces de poissons choisies (p. ex., mobilité, utilisation de l’habitat) et les différents types d’équipement d’échantillonnage peuvent parfois compliquer la situation. Dans certains cas, les zones de référence pour l’échantillonnage des invertébrés benthiques peuvent se trouver directement en amont de la zone exposée, ce qui n’est pas nécessairement le cas pour l’échantillonnage des poissons (en raison de leur mobilité). En outre, les exploitants de mines sont invités à mener l’étude des communautés d’invertébrés benthiques et l’étude des poissons, si cela peut se justifier sur le plan biologique (p. ex., si le moment idéal pour prélever des échantillons en vue d’évaluer les effets sur la reproduction des poissons coïncide avec le moment approprié pour prélever des échantillons en vue d’étudier les communautés benthiques – voir le chapitre 3pour de plus amples renseignements sur la période de reproduction des poissons). Lorsque plusieurs mines sont très rapprochées et qu’elles rejettent leurs effluents dans le même bassin versant, la conduite d’ESEEconjointes est préconisée. Lorsque des études conjointes sont proposées, les zones d’échantillonnage peuvent être partagées.

La comparaison des données recueillies dans les zones de référence et dans les zones exposées peut permettre de déceler les impacts sur la vie aquatique (Yoder, 1991), de déterminer quels sont les agents stressants (Hughes et al., 1994), d’observer les tendances temporelles et spatiales (Yoder, 1989) et de fournir aux organismes gouvernementaux des données sur les ressources en eau (OEPA, 1990). Les zones « les moins touchées » diffèrent d’une région à l’autre. En revanche, il peut être impossible de trouver une zone de référence dans les régions extrêmement perturbées. Dans ce cas, il faudrait prévoir dans le plan d’étude que les zones de référence peu perturbées seront situées dans des bassins versants comparables, à l’intérieur de la même écorégion (Hughes et al., 1994).

Dans le cas des mines en milieu côtier, il n’existe habituellement pas de zones strictement « d’amont » où l’on peut prélever des échantillons de référence, vu la variabilité de la direction des courants sous l’effet des marées. Dans le cas des usines situées sur le bord d’un estuaire, les zones d’amont peuvent être trop différentes sur les plans physique et biotique de la zone exposée pour permettre de prélever des échantillons de référence valables. Dès lors, en général, la zone de référence se trouve au moins périodiquement en aval du point de rejet de l’effluent. Il est donc important de connaître la configuration des courants dans la région pour déterminer si une zone de référence potentielle est bien « à l’extérieur » de la zone touchée par l’effluent de la mine.

Par ailleurs, le fait de choisir une zone de référence à l’étape initiale ne signifie pas qu’il faut forcément la choisir de nouveau pour les étapes à venir.

Dans son choix des zones d’échantillonnage, la mine devrait tenir compte :

  • de l’emplacement des zones d’échantillonnage dans les études précédentes;
  • de l’emplacement des facteurs de confusion;
  • de la superficie des zones requise pour permettre le prélèvement du nombre d’échantillons nécessaires;
  • du type d’habitat;
  • de l’accessibilité du site;
  • de tout autre facteur susceptible d’influer sur la mobilité des poissons.

En général, les deux zones d’échantillonnage devraient :

  • être aussi semblables que possible, à l’exception de l’exposition à l’effluent. Les deux zones ne seront vraisemblablement pas identiques, mais on présume que les différences liées aux caractéristiques naturelles (p. ex., profondeur, substrat, débit, qualité de l’eau) (autres que les facteurs connexes à la mine) seront minimales par rapport à l’effet potentiel associé à la présence de l’effluent. Si tel n’est pas le cas, cela devrait devenir apparent, et des modifications devraient être apportées au plan d’étude pour les étapes subséquentes;
  • être situées aussi près que possible l’une de l’autre (mais assez éloignées pour qu’il soit certain que les poissons de la zone de référence ne sont pas exposés à l’effluent);
  • être accessibles et permettre le prélèvement des échantillons en toute sécurité durant la saison la plus appropriée (c.-à-d. lorsque des mesures de croissance, de reproduction, de l’état de santé et de survie des poissons peuvent être prises);
  • être décrites de la façon la plus détaillée possible, en incluant la latitude et la longitude et une description écrite (caractéristiques physiques, chimiques et biologiques de l’habitat, incluant des mesures de la température, de la profondeur et du débit).

Pour une étude axée sur le contrôle et l’impact, il faudrait échantillonner au moins une zone de référence et une zone exposée au cours de la première ESEE et des ESEEsubséquentes (études visant à confirmer l’absence ou la présence d’effet et études sur l’ampleur et la portée géographique). L’utilisation de zones de référence multiples assure une plus grande puissance statistique pour détecter toute différence significative entre une zone de référence et une zone exposée (Foran et Ferenc, 1999). Elle permet également d’avoir une idée des variations entre les zones de référence (Munkittrick et al., 2000). Les mesures prises dans une zone exposée qui se situent à l’extérieur de la plage de valeurs observées à un certain nombre de zones de référence ont plus vraisemblablement une pertinence sur le plan écologique (Munkittrick et al., 2000). L’échantillonnage de zones de référence multiples devrait également être préféré à l’augmentation de la taille des d’échantillons (p. ex., le nombre de poissons) dans une seule zone (Environnement Canada, 1997).

Quand cela est possible, le choix de sites semblables présente des avantages, car les données recueillies peuvent aider à l’interprétation des réponses. Toutefois, il se peut que les zones d’échantillonnage optimales des communautés benthiques ne conviennent guère à l’étude des poissons en raison des caractéristiques des espèces de poissons visées, de la mobilité des poissons, des différences d’habitat et du type d’équipement d’échantillonnage requis. Dans de nombreux cas, les zones d’échantillonnage pourront être les mêmes, mais il ne s’agit pas d’un critère suffisant en soi pour orienter le choix de la zone d’échantillonnage des poissons.

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2.2.3 Indication de l’emplacement des stations

Dans le rapport d’interprétation, la latitude et la longitude des zones d’échantillonnage seront exprimées en degrés, minutes et secondes et la description des zones d’échantillonnage permettra de reconnaître leur emplacement (annexe 5, alinéa 17b) du REMM). Il y a diverses façons d’obtenir la longitude et la latitude. Des systèmes de positionnement global (GPS) sont couramment employés pour déterminer l’emplacement des stations sur le terrain, et il est recommandé de s’en servir à cette fin. Dans certains cas, les coordonnées exprimées en fonction de la distance franchie sur le cours d’eau (p. ex., kilomètres de cours d’eau) sont utiles. L’exactitude recommandée du positionnement devrait être déterminée en fonction de chaque emplacement. Dans certains cas, en présence de multiples émissaires, les usines peuvent choisir de collaborer pour leurs études.

Des stations peuvent être ajoutées pour obtenir une meilleure représentation des configurations spatiales à l’intérieur d’une zone très étendue de dilution de l’effluent, par exemple, à un emplacement avec transects (droit, central, gauche), dans des zones d’échantillonnage fortement exposées à l’effluent (rapprochées) et peu exposées à l’effluent (éloignées), ainsi que dans des zones d’échantillonnage de référence.

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2.2.4 Facteurs de confusion

Les facteurs de confusion peuvent fausser l’interprétation des résultats du suivi biologique. Si les zones d’échantillonnage sont assez semblables, alors les effets de ces facteurs pourraient être considérés comme négligeables. Cependant, lorsqu'il y a des différences significatives d’une zone d'échantillonnage à une autre, le plan d’étude peut devenir embrouillé. Dans ce cas, il peut être difficile de différencier les effets de l’effluent de l’usine de ceux du ou des facteurs de confusion sur les variables. Par exemple, si le genre d'habitat (p. ex., un bassin) en aval de la mine est différent de l’habitat situé en amont (p. ex., un seuil), alors les effets de la différence d'habitat sur les variables engendreraient de la confusion au sujet des effets associés à l’effluent de la mine, car tant l’effluent que le genre d'habitat peuvent induire des différences dans les variables observées en aval et en amont de l’émissaire de l’effluent.

L’intégration de zones de référence multiples dans le plan d’étude peut aider à prévenir l’influence des facteurs de confusion à caractère spatial, et les mines sont encouragées à adopter cette stratégie. Diverses considérations liées à la conception permettant de détecter les perturbations anthropiques ont été présentées dans la documentation (voir Green, 1993, et les références citées par cet auteur; Underwood, 1994, 1997). Ici encore, les mines sont encouragées à intégrer ces considérations dans leurs plans d’étude.

Voici quelques exemples de facteurs de confusion potentiels :

  • affluents et autres sources de rejet ponctuelles et diffuses (p. ex., autres rejets industriels, ruissellement agricole, installations d’aquaculture, stations d’épuration des eaux usées);
  • variables naturelles de l’environnement ou de l’habitat;
  • dommages antérieurs.

Il importe de considérer, pendant la conception de l’étude, les facteurs de confusion potentiels trouvés pendant la caractérisation du site. Les facteurs peuvent ainsi être réduits au minimum ou pris en compte dans la conception de l’étude de façon à pouvoir évaluer leur influence au moment de l’interprétation des données.

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2.2.5 Affluents et autres sources de rejet ponctuelles et diffuses

L’eau de dilution d’un cours d’eau, d’un lac, d’un estuaire ou d’un océan provient des affluents. Cette eau n’a pas nécessairement les mêmes propriétés chimiques que le plan d’eau à l’étude. L’eau des affluents prend également un certain temps à se mélanger à l’eau du cours d’eau à l’étude, et ce mélange se produit sur une certaine distance. Ainsi, s’il existe un affluent entre la zone de référence et la zone exposée, l’apport d’eau additionnel provenant de cet affluent peut brouiller l’interprétation des données.

La présence d’autres sources de rejet ponctuelles ou diffuses peut compliquer la distinction entre les effets dus à l’effluent de la mine et ceux imputables aux autres rejets, particulièrement s’ils se situent à proximité du point de rejet de la mine. Lorsque d’autres points de rejet se trouvent immédiatement en amont du point de rejet de l’effluent minier, il convient d’utiliser des zones de référence multiples. Une de ces zones de référence devrait être située entre l’autre point de rejet et le point de rejet de l’effluent minier. De cette manière, il pourrait être possible de constater l’influence de l’autre source de pollution et de déterminer l’ampleur des effets dus à l’effluent de la mine. En outre, la zone de référence devrait présenter les mêmes concentrations naturelles de métaux. S’il n’y a aucune différence entre les deux zones de référence, elles peuvent être comparées ensemble à la zone exposée.

S’il y a d’autres sources ponctuelles de rejet d’effluents non liées aux mines dans la zone d’étude, le plan d’étude devrait tenter de réduire au minimum les effets potentiels des facteurs de confusion. S’il s’avère impossible d’occulter l’influence des facteurs de confusion en modifiant le plan d’étude, il faut envisager le recours à d’autres plans et méthodes d’échantillonnage.

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2.2.6 Variations de l’environnement et de l’habitat naturels

Les biocénoses (communautés biotiques de populations animales et végétales ) naturelles peuvent présenter des différences tant spatiales que temporelles. En particulier, si les zones d’étude sont vastes, les biocénoses naturelles et leurs caractérisques peuvent différer d’un endroit à l’autre. Il peut alors être difficile de distinguer les effets de l’effluent minier, s’il en est, des variations naturelles.

Voici des facteurs de confusion qui devraient être pris en compte du fait qu’ils sont couramment observés en milieu naturel :

  • type d’habitat (seuil, rapide, fosse);
  • type de substrat (teneur en matières organiques, granulométrie);
  • profondeur de l’eau;
  • écoulement et débit de l’eau;
  • effets des marées, des courants, des vagues;
  • salinité;
  • oxygène dissous, température;
  • couverture végétale émergente et/ou submergée;
  • chimie de l’eau (conductivité, dureté, pH, etc.);
  • propriétés biologiques.

Une fois qu'ils figurent dans la conception de l’étude, les facteurs de confusion ne peuvent être éliminés. C'est uniquement en accordant une grande attention aux facteurs modificateurs potentiels au moment de la préconception ou des étapes antérieures du plan d’étude que l’effet de ces facteurs pourra être éliminé ou réduit au cours des étapes suivantes. Lorsqu'il n'est pas possible d'éliminer les facteurs de confusion, l’augmentation du nombre de zones d'échantillonnage ou l’ajout d’autres paramètres chimiques et/ou biologiques pourront permettre aux responsables d'évaluer leur effet sur l’interprétation des données.

Lorsqu’il est impossible de résoudre les facteurs confusion en modifiant le plan d’étude, d’autres plans et méthodes d’échantillonnage (chapitre 9) devraient être considérés.

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2.2.7 Dommages antérieurs

Quand la zone dans laquelle une mine rejette son effluent a été perturbée dans le passé par d’autres activités, il peut être difficile de départager les effets actuels de l’effluent de ceux des pratiques passées. Dans ce cas, il faudra peut-être recourir à une méthode de remplacement.


2.3 Programme général d’assurance et de contrôle de la qualité et modes opératoires normalisés

2.3.1 Assurance de la qualité et contrôle de la qualité

Chaque chapitre du présent guide contient une section traitant du programme d’assurance et de contrôle de la qualité (AQ/CQ). L’assurance de la qualité et le contrôle de la qualité forment un système documenté intégrant l’examen, la vérification et le contrôle interne de la qualité. L’objectif du programme d’AQ/CQest de veiller à ce que toutes les activités d’échantillonnage sur le terrain et d’analyse en laboratoire produisent des résultats valables sur les plans technique et scientifique.

L’assurance de la qualité est un système planifié d’opérations et de modes opératoires destiné à garantir au client le respect des normes de qualité établies. Appliquée aux analyses, l’assurance de la qualité précise la façon dont les tâches sont exécutées de manière à ce que les données satisfassent à des objectifs pré‑établis de qualité. Ces tâches englobent non seulement les analyses, mais aussi tous les aspects de la manipulation des échantillons et de la gestion des données.

L’assurance de la qualité couvre une vaste gamme de pratiques internes et externes de gestion et de pratiques techniques destinées à assurer que les données sont d’une qualité satisfaisante et correspondent à l’usage prévu. Les activités externes d’AQ comprennent la participation à des comparaisons interlaboratoire pertinentes et l’exécution de vérifications par des organismes de l’extérieur. Ces vérifications peuvent porter sur le rendement des analyses de matériaux de référence étalons ou reposer sur un examen général des pratiques fondé sur la documentation traitant de l’échantillonnage, des procédures d’analyse et d’AQ/CQ, des résultats des essais et des données justificatives. Le contrôle de la qualité (CQ) est un aspect interne de l’assurance de la qualité. Il inclut les techniques qui servent à mesurer et à évaluer la qualité des données, ainsi que les mesures correctrices à prendre lorsque les objectifs de qualité des données (OQD) ne sont pas atteints. Dans le contexte d’une étude particulière, la qualité des données ne peut être assurée que si des OQD ont été fixés. Les utilisateurs des données devraient jouer un rôle de premier plan dans l’établissement des OQD d’une étude et dans l’assurance que les limites de contrôle de la qualité d’un laboratoire correspondent à ces objectifs.

Il importe de définir les mesures de qualité des données de la même façon que les OQD afin de pouvoir comparer les deux dans l’évaluation du projet. Les OQD sont normalement établis en fonction des utilisations prévues des données (p. ex., hypothèses à vérifier, tests statistiques et incertitude totale tolérable). L’incertitude totale inclut l’imprécision (liée à l’échantillonnage, aux analyses et à l’environnement) et tout biais analytique éventuel (Taylor, 1987). Des objectifs peuvent être établis pour chaque composante, ainsi que pour l’incertitude totale, en vue de les intégrer aux plans d’AQ du projet. Il est possible d’estimer les différentes composantes de l’imprécision en utilisant les données fournies par les réplicats de terrain et de laboratoire.

Il convient de préciser dans le plan de gestion de la qualité les fonctions d’assurance de la qualité, l’identité des personnes chargées de chaque fonction d’AQ et les mesures correctrices prévues en cas de dépassement des limites de performance.

Les activités de contrôle de la qualité déterminent les limites de rendement acceptables du système de mesure et couvrent les vérifications de routine (mesures de qualité des données) visant à évaluer le degré de conformité du système aux objectifs de rendement préétablis. En général, quand le système ne fonctionne plus, l’enregistrement des données cesse, et des mesures correctives sont mises en œuvre. Des méthodes utilisant des diagrammes de contrôle des intervalles et des moyennes ont été décrites ailleurs (Ministère de l’Environnement de l’Ontario, 1984; ASTM, 1985, 1986; Dux, 1986).

Un aperçu des exigences d’AQ/CQpour les composantes particulières de l’étude des poissons (chapitre 3), de l’étude des communautés d’invertébrés benthiques (chapitre 4), du suivi de la qualité de l’eau et de l’effluent (chapitre 5) et du suivi de la qualité des sédiments (chapitre 7) est présenté dans chacun des chapitres. Les principaux sujets traités sont le contrôle de la qualité sur le terrain et en laboratoire, l’analyse des données et la production des rapports.

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2.3.2 Modes opératoires normalisés

Les modes opératoires normalisés (MON) constituent un élément fondamental de tout programme d’AQ/CQ. Pour assurer le contrôle de la qualité, toutes les activités sur le terrain et en laboratoire devraient se dérouler conformément aux MON. Ceux-ci devraient contenir une description détaillée des éléments suivants :

  • sur le terrain : méthodes et procédures d’échantillonnage, manipulation, étiquetage, équipement, conservation, tenue de registres et expédition des échantillons;
  • en laboratoire : méthodes d’analyse et modes opératoires, manipulation et étiquetage des échantillons, équipement, mise en œuvre des systèmes d’essai, tenue de registres, etc.

Chaque MONdevrait consister en une méthode décrite en détail mise à la disposition de tous les analystes sous forme de document écrit. Les modes opératoires normalisés devraient être fondés sur des procédures élaborées par des organismes de normalisation comme Environnement Canada, l’U.S. Environmental Protection Agency, l’American Society for Testing and Material (ASTM) et l’American Public Health Association (APHA). Lorsque des méthodes n’ont pas fait l’objet d’une validation poussée, le MON devrait fournir des renvois complets à la documentation pertinente et, le cas échéant, contenir tous les éléments précisés dans le code de la Canadian Association for Laboratory Accreditation (CALA, 1991). Les données de validation internes devraient être annexées aux modes opératoires normalisés et inclure les procédures d’AQ/CQ, notamment les types d’échantillons destinés aux analyses de contrôle de la qualité et la fréquence de ces analyses, les degrés de précision et d’exactitude et les taux de récupération attendus ainsi que les limites de détection des méthodes.

Les méthodes d’analyse chimique sont en général assez bien documentées, mais ce n’est souvent pas le cas des méthodes d’échantillonnage en général et des plans d’échantillonnage en particulier. L’erreur d’échantillonnage est habituellement responsable d’une grande part, sinon de la majeure part, de l’incertitude inhérente aux mesures environnementales. L’inclusion des opérations sur le terrain dans les MON contribue à réduire cette incertitude ou, à tout le moins, à la quantifier. Tout le personnel qui participe à l’étude sur le terrain doit connaître les MON.

Une attention particulière devrait être accordée aux mesures destinées à prévenir la contamination accidentelle des échantillons et à en préserver l’intégrité. En outre, les MON devraient contenir des instructions concernant la préparation de l’équipement et fournitures d’échantillonnage ainsi que l’étalonnage de tous les instruments (p. ex., instruments de mesure).

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2.4 Références

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Tableau

Le tableau 2-1 présente les renseignements relatifs à la caractérisation du site qui doivent figurer dans un plan d’étude d’ESEE. Les principaux types de renseignements comprennent les caractéristiques générales, l’hydrologie, les influences anthropiques, les caractéristiques des ressources aquatiques et les systèmes et pratiques de protection de l’environnement. Chacun des types de renseignements est accompagné d’une liste de renseignements qu’il est recommandé de déclarer.

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Chapitre 3

3. Effets sur le poisson et les ressources halieutiques

3.1 Aperçu

3.2 Considérations applicables au plan d’étude

3.3 Sélection des espèces de poissons sentinelles

3.4 Indicateurs d’effets

3.5 Période d’échantillonnage

3.6 Vérification de l’exposition des poissons

3.7 Analyse de puissance

3.8 Méthodes d’échantillonnage des poissons

3.9 Étude des poissons – Assurance de la qualité et contrôle de la qualité

3.10 Analyse des données

3.11 Méthodes d’analyse du potentiel d’utilisation des poissons

3.12 Références

Liste des tableaux


3. Effets sur le poisson et les ressources halieutiques

3.1 Aperçu

Dans le cadre du Programme d’études de suivi des effets sur l’environnement (ESEE), le suivi des poissons peut comprendre l’étude d’une population de poissons ainsi que des analyses de tissus afin de déterminer si l’effluent d’une mine a un effet sur les poissons et les ressources halieutiques. Des détails sur les exigences et les calendriers en matière de rapports se trouvent au chapitre 1 du présent guide et dans le Règlement sur les effluents des mines de métaux (REMM) (DORS/2002-222).

Aux fins du Programme d’ESEE, le terme « poisson » inclut les mollusques, les crustacés et les animaux marins, conformément à l’article 2 de la Loi sur les pêches, mais exclut les parties de ces organismes (annexe 5, article 1 du REMM).

L’étude des poissons permet d’évaluer si la croissance, la reproduction, l’état et la survie de la population de poissons diffèrent selon que celle-ci vit dans une zone exposée ou dans une zone de référence ou dans une zone exposée où existe un gradient décroissant de concentrations d’effluent. Il faudrait noter qu’une mine doit effectuer : « […] une étude de la population de poissons dans le cas où la concentration de l’effluent dans la zone exposée est supérieure à 1 % en deçà de 250 m d’un point de rejet final » (annexe 5, alinéa 9b) du REMM).

En plus de l’étude des poissons, les études de suivi biologique peuvent aussi comporter une étude des tissus de poissons si une concentration de mercure total (mercure inorganique et organique) égale ou supérieure à 0,10 µg/L a été observée lors de la caractérisation de l’effluent menée aux termes de l’alinéa 4(1)d) (annexe 5, alinéa 9c) du REMM). Un « effet sur les tissus de poissons » s’entend lorsque des mesures de la concentration du mercure total dans les tissus de poissons, prises dans la zone exposée, supérieures à 0,5 µg/g (poids humide), présentant une différence statistique et ayant une concentration plus élevée par rapport à celles mesurées dans les tissus de poissons prises dans la zone de référence (annexe 5, article 1 du REMM).

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3.2 Considérations applicables au plan d’étude

Des renseignements généraux concernant le plan d’étude sont fournis au chapitre 2. Les exigences en matière de plan d’étude et les définitions des effets pour l’étude des populations de poissons et l’analyse des tissus de poissons sont analysées au chapitre 1.

Pour évaluer l’effet d’un effluent sur les poissons, il faut répondre aux questions suivantes :

  • Y a-t-il un effet?
  • L’effet est-il lié au site minier?
  • Connaît-on l’ampleur et la portée géographique de l’effet?
  • Connaît-on la cause liée au site minier?

Les représentants ou les experts-conseils de chaque mine au titre de l’ESEE sont invités à communiquer avec le responsable régional de l’ESEE afin d’examiner les résultats des travaux de la phase précédente de sélection des sites et des espèces, de l’effort de pêche, etc. et pour discuter des choix les plus appropriés pour la phase en cours. En considérant ce qui précède, les résultats des phases précédentes, les données historiques et le savoir local devraient servir à évaluer :

  • la pertinence du choix des espèces sentinelles et les succès de capture;
  • la pertinence de la zone de référence;
  • la pertinence des méthodes d’échantillonnage et du matériel requis.

Il se peut que les mines veuillent faire des changements entre les phases, comme accroître l’effort d’échantillonnage, changer de méthodes d’échantillonnage, l’équipement ou les espèces de poissons, sélectionner des zones exposées ou des zones de référence différentes ou encore utiliser des techniques de suivi de rechange. Le plan d’étude devra peut-être être modifié pour diverses raisons, dont celles-ci :

  • les résultats indiquent que la puissance statistique dans la phase précédente était insuffisante à cause du faible nombre de poissons prélevés ou d’une forte variabilité;
  • les caractéristiques de l’espèce n’étaient pas mesurables ou n’étaient pas adéquates, ou l’état des populations de poissons soulevait des préoccupations;
  • il est incertain que les poissons aient été exposés à l’effluent;
  • les zones de référence étaient inappropriées.

Les préoccupations que soulèvent les ESEE (et les études sur le terrain en général) peuvent se répartir comme suit : le caractère adéquat des sites de référence, les effets potentiels de facteurs de confusion (p. ex., les influences potentielles de la génétique sur la variabilité des caractéristiques d’une espèce), la pertinence écologique des indicateurs d’effets utilisés, les influences des variations naturelles et les problèmes de statistiques. Le présent guide va tenter d’offrir des solutions potentielles à ces problèmes.

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3.2.1 Choix des zones exposées et des zones de référence

Les deux principaux plans d’étude sont l’approche contrôle-impact et l’approche des gradients. Il faut souligner que le choix de la zone de référence est l’aspect le plus critique des études contrôle-impact sur le terrain (Munkittrick et al., 2009). Idéalement, une zone de référence est située en amont de l’effluent, dans un habitat semblable et est libre d’influences susceptibles de susciter de la confusion parce qu’un obstacle naturel limite les déplacements des poissons entre les sites. Il est rare que cette situation se présente. Les principaux problèmes cités concernant les zones de référence sont de savoir (a) si la zone de référence est comparable comme habitat; (b) si la zone de référence est libre de l’élément préoccupant (exposition) et d’influences pouvant semer la confusion (analysées au chapitre 2); (c) si la zone de référence est accessible aux poissons provenant de la zone exposée (les poissons présents dans une zone de référence d’amont peuvent avoir été exposés par le passé, et les poissons présents dans une zone exposée peuvent être de passage, ce qui réduit leur exposition à des effets potentiels); et (d) si les poissons présents dans la zone d’exposition ont été exposés à l’effluent ou au stresseur d’intérêt.

Aucune zone de référence n’est parfaite. La situation idéale consiste à posséder des données recueillies avant la construction ou le début du stresseur d’intérêt (p. ex., avant-après–contrôle-impact [BACI, de l’anglais before/after-control/impact], voir le chapitre 4 pour plus de détails). Les sites d’étude où se trouvent des obstacles qui préviennent les déplacements des poissons entre les sites (p. ex., barrages, chutes, digues de castor) peuvent être une bonne solution de rechange, pourvu que l’obstacle ne perturbe pas l’habitat. Dans les zones libres, la sélection d’une espèce peu mobile améliore le niveau de confiance parce que les poissons ne se déplacent pas, mais accroît les influences potentielles de différences locales dans l’habitat. Une situation difficile à interpréter se présente lorsqu’il n’y a pas de différences statistiques entre les caractères méristiques des poissons et qu’il n’existe pas d’obstacle empêchant leurs déplacements. Dans ces cas, il est recommandé de désigner un indicateur d’exposition à l’effluent, qui peut être de nature chimique ou physiologique (p. ex., induction des enzymes hépatiques, signatures isotopiques stables) (Galloway et al., 2003; Dubé et al., 2006).

Si les poissons de la zone de référence et de la zone exposée montrent des différences significatives dans leurs caractéristiques, il est possible d’affirmer avec un degré de confiance élevé qu’ils ne se déplacent pas entre les zones. Même si des différences sont relevées, les variations des caractéristiques des poissons (p. ex., croissance, poids, condition) sont fonction d’un certain nombre de facteurs, qui ne sont pas tous reliés au rejet de l’effluent. La sélection des espèces de poissons appropriées pour le suivi, le moment de l’étude et l’équipement d’échantillonnage faciliteront également l’interprétation de toute différence décelée. Néanmoins, d’autres facteurs naturels et facteurs anthropiques peuvent avoir une influence sur les effets subis par les poissons et leurs tissus et susciter la confusion dans l’interprétation des données. L’exigence de confirmer les effets a été établie dans le but d’accroître le niveau de confiance, échelonné sur deux phases, que les effets sont bien liés à la mine.

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3.2.1.1 Échantillonnage de la zone exposée et de la zone de référence

La zone exposée doit être choisie de manière à assurer que les poissons prélevés ont été exposés à l’effluent. Dès lors, un premier échantillonnage est effectué pour déterminer quelles espèces sont présentes, ainsi que leur abondance relative. Ensuite, la zone de référence est choisie afin d’obtenir des poissons de la même espèce que ceux qui sont présents dans la zone exposée. L’échantillonnage au sein des différentes zones doit être effectué durant la même période, afin de minimiser les variations temporelles entre les sites. Le moment des échantillonnages dépendra de divers facteurs, comme la période de l’année, le stade de développement de la fonction reproductive, les différences potentielles d’habitat d’un site à l’autre (différences de température, etc.), mais il est recommandé, si c’est possible, que tous les échantillonnages soient effectués au cours de la même semaine. Si l’échantillonnage s’étend sur une plus longue période, les échantillons de poissons de référence doivent être prélevés avant et après le prélèvement d’échantillons de poissons exposés, afin de pouvoir faire une comparaison.

S’il y a des poissons dans la zone de référence, mais aucun dans la zone exposée où ils devraient résider (c.-à-d. que des poissons se trouvaient par le passé dans la zone d’échantillonnage), l’absence de poissons dans la zone exposée doit être signalée comme un effet. Un complément d’information sur le choix de la zone de référence est présenté au chapitre 2.

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3.2.1.2 Caractère adéquat de la zone de référence

Il est maintenant commun dans les programmes de recherche d’utiliser un grand nombre de zones de référence. Par exemple, au cours des trois premiers cycles de suivi pour le Programme d’ESEE des fabriques de pâtes et papiers, la tendance était d’utiliser un plus grand nombre de zones de référence. Des zones de référence multiples ont été utilisées avec succès dans 3 % des études dans le cycle 1, 9 % dans le cycle 2 et 25 % dans le cycle 3. L’utilisation de zones de référence additionnelles améliore la capacité d’évaluer les problèmes liés aux variations naturelles, à la pertinence écologique et aux facteurs de confusion, ainsi que la capacité d’évaluer le caractère adéquat de la zone de référence choisie. Les études reposant sur une approche par gradient et sur des zones de référence multiples sont statistiquement plus puissantes que les études dépendant d’une seule zone de référence.

Parmi les nouvelles approches, citons les approches fondées sur les conditions de référence (Bailey et al., 1998) et l’utilisation de zones de référence négatives (la zone exposée est utilisée comme zone de référence). Quoi qu’il en soit, l’existence de changements constants sur deux phases accroît le niveau de confiance à l’effet que les changements sont réels. Les études suivantes doivent évaluer le caractère adéquat des zones de référence, en particulier si des résultats concordants ne sont pas obtenus.

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3.2.2 Facteurs de confusion

Dans le cycle 2 du Programme d’ESEE des fabriques de pâtes et papiers, presque 90 % des études qui ont décelé des effets ont aussi conclu que des facteurs autres que les effluents des fabriques de pâtes et papiers étaient à l’origine de telles observations. Il existe des facteurs de confusion potentiels sur la plupart des sites, notamment d’autres exutoires, des modifications de l’habitat, des utilisations passées et la contamination, des affluents et des apports de sources diffuses. Le recours à des méthodes de rechange devrait être considéré dans le cas de situations fortement empreintes de confusion, mais il convient d’insister sur le fait qu’il est possible d’obtenir des résultats de terrain interprétables sur la plupart des sites si des ajustements sont apportés au plan d’étude. Compte tenu de la complexité de certaines situations, il est recommandé de recueillir autant de renseignements que possible afin d’être en mesure de démontrer que d’autres rejets ou sources de contaminants sont principalement responsables des changements observés ou de l’absence de changements observée. Si des changements sont notés et qu’ils sont considérés comme étant dus à des facteurs de confusion, les plans d’étude ultérieurs devraient avoir comme objectif d’éliminer les facteurs de confusion ou de déterminer leur importance.

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3.2.3 Rejets en milieu marin

Les mines de métaux qui rejettent leurs effluents dans la mer ou un estuaire peuvent être confrontées à certains problèmes et facteurs de confusion, et elles doivent en tenir compte quand elles mettent au point leur plan d’étude des poissons dans le cadre du Programme d’ESEE. Certains de ces problèmes comprennent :

  • des difficultés à échantillonner certaines zones marines et estuariennes (p. ex., à cause des marées, des courants, d’un taux élevé de renouvellement d’eau, d’un habitat qui ne se prête pas à l’échantillonnage); il faudrait dans ce cas avoir recours à des méthodes de remplacement;
  • l’existence de gradients de courant, de température et de salinité susceptibles d’influer sur les processus physiques et l’absorption de contaminants et d’entraîner des changements physiologiques dans les organismes;
  • le choix de zones de référence plus difficile en milieu marin;
  • selon leur stade biologique, les poissons peuvent utiliser différentes parcelles d’habitat à différentes périodes de l’année;
  • la disponibilité des espèces peut être faible en milieu marin; dans de nombreux cas, des espèces résidantes de petite taille sont présentes, et il convient de les étudier. Il peut s’agir d’espèces à fraie fractionnée ou vivipares ou d’espèces pour lesquelles il existe peu d’information de référence; toutefois, cette situation ne devrait ni restreindre ni entraver l’utilisation de ces espèces, particulièrement si elles sont abondantes; l’hypothèse de base d’un Programme d’ESEE est qu’une communauté de poissons devrait être intacte, et que les espèces normalement abondantes devraient être présentes; une deuxième hypothèse de base est qu’une population de poissons qui présente un taux de croissance, un développement reproductif et une distribution des classes d’âges identiques à ceux des poissons vivant dans la zone de référence est considérée comme étant non affectée.

Il existe quelques solutions pouvant pallier ces difficultés, comme d’utiliser une espèce de remplacement, des bivalves en cage ou de réaliser une étude en mésocosme dans le cas de milieux où il y a des facteurs de confusion. Les nouvelles installations qui auront recueilli des informations sur l’état de référence avant de commencer à rejeter un effluent seront davantage en mesure d’évaluer l’effet de leur effluent sur le milieu récepteur en comparaison des facteurs de confusion.

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3.2.4 Données historiques

Les mines peuvent présenter des données historiques s’il existe déjà des données de suivi biologique qui permettent d’établir la présence d’effets sur les poissons et leurs tissus, ainsi que sur la communauté d’invertébrés benthiques. Les données historiques peuvent être utilisées pour élaborer la première ESEE. Voir le chapitre 13 pour obtenir un complément d’information sur les données historiques.

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3.3 Sélection des espèces de poissons sentinelles

La méthode recommandée pour mener à bien l’étude des poissons consiste à examiner des spécimens adultes de deux espèces de poissons relativement sédentaires qui ont été exposés à l’effluent pendant une longue période. Il est préférable d’utiliser des poissons sexuellement matures à cette fin, mais s’il n’y a pas d’individus matures, il est possible de concevoir un Programme d’ESEE en utilisant des mollusques ou des poissons juvéniles, bien qu’il ne sera pas possible d’analyser tous les mêmes critères d’effets. S’il y a des poissons sexuellement matures, au moins une des espèces choisies devrait être benthivore. Les facteurs les plus importants dans le choix des espèces pour le Programme d’ESEE sont l’exposition, l’abondance, la représentativité pour la zone à l’étude (Munkittrick et al., 2000; McMaster et al., 2002) et la sensibilité à l’effluent. La sélection de ces deux espèces devrait tenir compte des espèces utilisées pour les ESEE précédentes réalisées sur le site (s’il y a lieu). La préférence devrait être accordée :

  • aux espèces de poissons résidantes (non migratrices) identifiées lors de la caractérisation du site;
  • aux mâles et aux femelles sexuellement matures qui sont abondants dans la zone exposée et dans la zone de référence;
  • aux espèces pour lesquelles des permis de pêche ou des permis d’échantillonnage peuvent être obtenus;
  • et aux espèces les plus exposées à l’effluent.

Sur certains sites, il se peut que le choix d’espèces potentielles pour l’étude de suivi soit limité. Il sera souvent nécessaire d’obtenir l’avis d’un biologiste des pêches qui connaît bien les espèces de poissons présentes dans la zone d’étude. Plus de 60 espèces ont été utilisées comme sentinelles dans les Programmes d’ESEE pour les fabriques de pâtes et papiers et les mines de métaux jusqu’à aujourd’hui. Les mines et leurs experts-conseils sont encouragés à communiquer avec les organismes gouvernementaux des paliers régional, fédéral et provincial pour obtenir de l’information sur les pêches et d’autres conseils.

Certains milieux récepteurs n’abritent pas un nombre de poissons adéquat pour l’échantillonnage. Dans les situations où il a été déterminé qu’une étude létale des poissons nuirait aux ressources halieutiques, des techniques d’échantillonnage non létales peuvent être employées. Dans les milieux qui n’abritent pas un nombre de poissons adéquat pour constituer la taille d’échantillons recommandée ou deux espèces de poissons adéquates pour le suivi, les options suivantes peuvent être considérées, en ordre de préférence :

  • des poissons sexuellement matures d’une espèce donnée et des poissons sexuellement immatures d’une autre espèce;
  • des poissons sexuellement immatures de deux espèces données;
  • des poissons sexuellement matures d’une espèce donnée;
  • ou des poissons sexuellement immatures d’une espèce donnée.

La mine devrait considérer modifier son plan d’étude (p. ex., espèces, méthodes de prélèvement) si les résultats de la phase précédente indiquent que les caractéristiques des poissons laissent supposer que l’espèce est de longue durée de vie (> 30 ans); qu’il était impossible de mesurer tous les paramètres d’étude des poissons (p. ex., âge, poids du foie et des gonades); que les individus ont été prélevés en nombre insuffisant; et que la variabilité était telle que le nombre de poissons requis pour les études suivantes selon l’analyse de puissance était excessif et qu’il n’était pas possible de le réduire par l’utilisation de méthodes d’échantillonnage sélectif. Si les espèces de poissons présentes sur un site sont également présentes dans la zone la plus exposée à l’effluent (zone rapprochée), mais seulement à certains moments de l’année ou durant certains stades de leur cycle de vie, le stade de vie et la période d’échantillonnage devraient être choisis de façon à maximiser l’exposition à l’effluent.

La sélection des espèces de poissons peut s’avérer difficile lorsque plusieurs objectifs doivent être poursuivis par un seul plan d’étude. Des préoccupations de contamination des ressources halieutiques destinées à l’alimentation humaine orientent le plan d’étude vers l’échantillonnage d’une espèce de longue durée de vie (l’accumulation de contaminants se fait sur une plus longue période), piscivore (la bioamplification est plus élevée) et de maturité tardive (il y a une plus grande concentration de contaminants), préférablement de mâles ou d'espèces qui ne frayent pas tous les ans (de façon que l’élimination des contaminants par la ponte soit réduite), et d’espèces comestibles importantes localement. Pour améliorer la sensibilité de détection d’incidences environnementales, il est préférable que les espèces soient benthiques (parce qu’en général, elles se déplaceront moins), ne présentent pas un intérêt commercial ou récréatif (parce que cela embrouille la détermination de la cause), arrivent rapidement à maturité, investissent beaucoup d’énergie dans la reproduction (de sorte que leurs besoins énergétiques sont élevés) et ont une courte durée de vie (de sorte que les impacts sont récents). De plus, l’accent devrait être mis sur le prélèvement de femelles (les incidences environnementales sur les femelles ovipares sont souvent plus graves).

Un certain nombre d’autres facteurs doivent être considérés lors de la sélection d’une espèce sentinelle (voir Munkittrick et McMaster, 2000; Munkittrick et al., 2000), y compris la confirmation que l’espèce joue un rôle actif dans le réseau alimentaire local. D’autres caractéristiques du cycle de vie, comme la période de la fraie et de la migration, doivent être évaluées à chaque site, car l’interaction du site de rejet de l’effluent, des frayères et des changements saisonniers dans le débit et la dilution peut influer sur les résultats et avoir un impact potentiel sur la sensibilité du programme de suivi.

Des facteurs clés à considérer dans le choix d’une espèce sont sa mobilité et son temps de séjour (ce qui détermine son exposition à l’effluent). Il est préférable de choisir des poissons qui habitent dans le système aquatique étudié pendant la totalité ou la majeure partie de leur cycle de vie et qui ont un comportement territorial ou une mobilité limitée à la zone d'étude, car les réponses observées chez ces espèces reflètent bien les caractéristiques propres à leur milieu. Les espèces migratrices ou qui ne passent qu'une petite partie de leur cycle de vie dans le système étudié (p. ex., les salmonidés anadromes et quelques poissons marins) ne conviennent pas, car l’exposition à l’effluent est minime ou passagère et difficile à établir. Cela est vrai également pour les espèces très mobiles, susceptibles d’entrer et de sortir de la zone exposée à l’effluent. Dans certains cas, il peut être possible de choisir des espèces plus mobiles (p. ex., les Ménominis de montagnes) (Swanson, 1993) lorsque les caractéristiques locales du système (p. ex., les barrages, les obstacles naturels et les changements dans l’habitat) limitent efficacement leurs déplacements. De façon générale, plus une espèce risque d'être exposée à l’effluent, plus grande est sa valeur comme espèce de suivi.

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3.3.1 Étude de la communauté

Si une mine est nouvelle, ou s’il n’existe aucune donnée historique sur une mine déjà en exploitation, une étude de la communauté des poissons devrait être réalisée pour aider la sélection des espèces de poissons sentinelles. Les études de la communauté de poissons permettent d’évaluer si la diversité et l’abondance des espèces présentes diffèrent d’une zone à l’autre.

Un changement s’est produit dans une communauté de poissons lorsque des espèces qui devraient être abondantes, d’après les prélèvements effectués dans les zones de référence, ne sont pas présentes aux environs du point de rejet de l’effluent. Si la zone exposée n’abrite pas une ou plusieurs des espèces abondantes observées dans la zone de référence, il faudrait déterminer l’étendue géographique de cette absence. Si la composition de la communauté de poissons a changé à cause de la présence d’un effluent, il est fort probable qu’il y aura également des changements mesurables dans les populations de poissons restantes. Ces changements devraient être documentés dans les résultats du Programme d’ESEE, car ils pourraient servir à déterminer si d’autres espèces de poissons sont en danger de disparition dans la zone exposée.

Les communautés de poissons comportent souvent un certain nombre d’espèces qui sont peu abondantes pour diverses raisons, souvent sans rapport avec la présence d’un effluent de mine. Dans la mesure du possible, il est préférable d’utiliser des techniques non létales (p. ex., pêche à l’électricité) pour l’étude de la communauté, et l’échantillonnage sur le terrain devrait être conçu de façon à limiter la mortalité des espèces existantes.

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3.3.2 Poissons immatures

La méthode recommandée pour réaliser l’étude des poissons est de surveiller les adultes (poissons sexuellement matures) de deux espèces relativement sédentaires qui ont été exposées à l’effluent sur une longue période. Il peut toutefois se présenter des situations où aucun poisson adulte ne peut être prélevé dans un milieu récepteur. Par exemple, certaines zones peuvent ne pas être fréquentées par les adultes, mais elles constituent des aires d’alevinage pour leurs juvéniles. Si des poissons sexuellement matures ne résident pas dans la zone exposée à l’effluent, l’utilisation de juvéniles peut être considérée. Lorsque des poissons sexuellement immatures sont utilisés, le développement de la fonction reproductive ne peut pas être mesuré directement. Il est possible toutefois d’utiliser l’abondance relative des jeunes de l’année en cours comme une mesure du succès de la reproduction.

Les mesures pertinentes pour les poissons juvéniles seraient semblables à celles pour les poissons matures, sauf pour les mesures des gonades : croissance (longueur, poids ou poids selon l’âge, dans la mesure du possible), condition (relation entre la longueur et le poids du corps), poids du foie selon le poids du corps, abondance (survie des jeunes de l’année, composition en pourcentage des classes d’âges) et difformités associées à l’exposition à des effluents, comme la fusion des vertèbres et le tassement vertébral, la courbure rachidienne y compris la lordose et la scoliose, l’érosion des nageoires, et enfin la croissance des juvéniles exposés à l’effluent en comparaison de celle des juvéniles de la zone de référence. Les méthodes de prélèvement des poissons juvéniles sont bien établies, et il est possible de déterminer l’âge de plusieurs d’entre eux (p. ex., Secor et al., 1995).

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3.3.3 Poissons de petite taille

La tendance croissante à l’utilisation d’espèces de poissons proies de petite taille (Munkittrick et al., 2002) se fait de plus en plus marquée. En fait, leur utilisation est passée de 10 % dans les études du cycle 1 des pâtes et papiers, à 26 % dans celles du cycle 2 et à 34 % dans les études du cycle 3. Un poisson de petite taille peut être défini comme étant un poisson mesurant au maximum 150 mm. L’utilisation des poissons de petite taille comporte plusieurs avantages et désavantages. Les espèces de poissons de petite taille sont en général plus abondantes, faciles à capturer et sédentaires que les espèces de grande taille. Il a également été démontré que les poissons de petite taille sont plus sensibles aux modifications de l’environnement, comme le pH (Shuter, 1990). En outre, l’étendue de leur domaine vital présente une corrélation positive avec leur taille (Minns, 1995), et de nombreuses espèces de petite taille intègrent très bien les conditions locales.

Par contre, l’utilisation de poissons de petite taille requiert de les mesurer soigneusement et de les peser à l’aide d’une balance analytique plus sensible. Il faut également considérer qu’ils sont plus sensibles aux différences de microhabitat parce qu’ils intègrent facilement les conditions de l’habitat local. Ils sont aussi plus sensibles aux différences liées aux moments de l’échantillonnage (voir la section 3.5).

En outre, la durée de vie des poissons de petite taille est souvent courte. Si des espèces de poissons de petite taille sont choisies pour l’une ou les deux espèces de poissons, il faudrait prélever 20 individus immatures (des classes d’âge 0+ et 1+) additionnels pour faciliter l’analyse de la taille selon l’âge (croissance). De plus, puisque la durée de vie d’une espèce de petite taille pourrait ne pas dépasser trois ou quatre ans, les classes d’âges 0+ et 1+ représenteront une portion significative de la population (p. ex., chez le Chabot visqueux [Cottus cognatus], les classes d’âges 0+ et 1+ représentent jusqu’à 50 % à 70 % de la population). Cette mesure de la proportion d’un échantillon composée de jeunes poissons de l’année est une mesure de remplacement du succès de la reproduction (Gray et al., 2002).

Il y a aussi d’autres considérations en jeu. Le cycle de vie, la biologie et les caractéristiques de reproduction de certaines espèces de poissons de petite taille étant inconnus, il est difficile d’établir quels sont les meilleurs sites, le meilleur moment et les meilleures méthodes d’échantillonnage. Certaines de ces espèces comptent des reproducteurs à pontes multiples, ce qui signifie qu’il est difficile d’estimer l’effort de reproduction à partir d’un seul échantillon, car les tissus reproducteurs peuvent se renouveler presque entièrement entre chaque ponte (c.-à-d. que la majeure partie de la masse d’ovules dans l’ovaire est évacuée lors de la ponte et ce n’est que par la suite qu’une nouvelle masse d’ovules matures se développe). En général, l’ovaire contient des œufs appartenant à deux classes de tailles ou plus, et la période de fraie peut s’étendre sur plusieurs semaines à plus d’un mois. Ainsi, le nombre de pontes pendant la saison de fraie devient le principal indicateur de l’activité reproductrice, et l’estimation de ce paramètre est difficile sur le terrain, même en cas d’échantillonnage fréquent. Il est également difficile d’évaluer la signification des changements dans la production d’œufs chez les géniteurs à fraies multiples s’ils montrent une reproduction normale lors des premières pontes.

L’identification des espèces de poissons de plus petite taille devrait être vérifiée, en particulier dans le cas des Cyprinidés, qui peuvent paraître très semblables en l’absence d’un examen plus approfondi. Parmi les ouvrages utiles à cette fin, citons : Scott, 1967; Scott et Crossman, 1974; Roberts, 1988; Nelson et Paetz, 1992; Jenkins et Burkhead, 1993; Coad et al., 1995. La pesée des petits organes de ces poissons nécessite une balance très sensible. Il peut être nécessaire d’utiliser un microscope à dissection pour enlever les organes sans les endommager et pour éviter de fausser les résultats en raison de la présence de tissus étrangers ou d’eau. Il est recommandé d’effectuer la dissection sur des poissons frais, prélevés récemment, car il est alors plus facile d’identifier les tissus et de séparer le foie et les gonades du tissu des intestins. La dissection de spécimens congelés de petite taille peut s’avérer difficile et provoquer des erreurs dans la mesure des organes. La préservation dans une solution aqueuse de formaldéhyde peut donner des résultats adéquats, mais il faut prendre soin de traiter les poissons provenant de la zone exposée et ceux provenant de la zone de référence de la même manière (p. ex., la durée d’entreposage), afin de minimiser la distorsion résultant de la préservation.

La mesure de la fécondité et du poids des œufs exige une attention particulière. Chez nombre d’espèces de petite taille, les œufs sont peu nombreux, mais de grande taille. Il est beaucoup plus facile d’évaluer la fécondité et le poids des œufs à un moment se rapprochant de celui de la fraie. Le moment de l’échantillonnage dépendra également de la résidence, et il faudra donc optimiser ces deux facteurs. Enfin, il importe de conserver la gonade dans son intégrité et d’effectuer le décompte des œufs à l’aide d’un microscope à dissection.

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3.3.4 Espèces vivipares

Les espèces de poissons vivipares ne sont pas communes dans les milieux récepteurs d’eau douce au Canada, mais si elles sont utilisées, il faut leur accorder une attention particulière lors de la mesure des paramètres de la reproduction. Des espèces vivipares ont été utilisées avec succès pour évaluer les impacts des effluents de fabriques de pâtes et papiers en Suède (Larsson et al., 2000, 2002; Larsson et Forlin, 2002). Pour estimer la fécondité, il faut prélever les gonades et faire le dénombrement des embryons vivants et des embryons morts. En outre, pour que l’échantillonnage soit optimal, il faut disposer de données préliminaires sur le moment de la fraie et le développement des gonades.


3.4 Indicateurs d’effets

Les indicateurs d’effets utilisés dans les divers types de plans d’étude des poissons sont présentés au tableau 3-3. Pour une analyse plus détaillée de ces questions, consulter l’étude de Munkittrick et al. (2009), dans laquelle les auteurs réitèrent l’objectif initial du Programme d’ESEE et établissent pourquoi les indicateurs d’effets actuels d’ESEE sont utilisés plutôt que d’autres paramètres de suivi. Munkittrick et al. (2009) se penchent également sur l’influence des variations naturelles (c.-à-d., la tendance des valeurs des paramètres à changer d’une année à l’autre ou potentiellement d’un site à l’autre), l’adaptation génétique et quatre importants problèmes de conception statistique (sélection des sites, pseudorépétition, analyse de puissance et préoccupations soulevées par le nombre de comparaisons effectuées).

Le Programme d’ESEE met l’accent sur les paramètres mesurables chez des groupes d’individus pour plusieurs raisons, entre autres :

  • l’approche offre un compromis entre, d’une part, la sensibilité et la réversibilité d’approches biochimiques et, d’autre part, la pertinence des paramètres établis au niveau de la communauté;
  • le suivi de la communauté ne révèlera pas la présence d’effets réversibles et importants au niveau des populations;
  • puisque des changements dans la croissance, la reproduction, la condition ou la survie des poissons mettent ceux-ci en péril, l’évaluation de ces paramètres mesurables au niveau des populations permet de respecter l’objectif global de la Loi sur les pêches, qui est la protection des ressources halieutiques;
  • il est important de connaître ce niveau de risque pour la gestion des écosystèmes.

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3.4.1 Échantillonnage létal

Pour savoir si l’effluent a entraîné des changements chez les poissons, il faut examiner les effets sur leur croissance, leur reproduction, leur condition et leur survie. Il est recommandé, pour l’étude des poissons, que des indicateurs clés soient mesurés chez les adultes (mâles et femelles) de deux espèces de poissons. Le niveau de précision des mesures est indiqué au tableau 3-1. L’intention est d’obtenir des estimations de la distribution des âges ou des longueurs, de la mesure dans laquelle les poissons utilisent l’énergie disponible à des fins de croissance et de reproduction, ainsi que de la quantité d’énergie mise en réserve. Le nombre d’échantillons requis peut être calculé à l’aide d’une équation statistique comprenant l’écart-type (ET) de la taille des gonades pour l’espèce et le site (provenant d’échantillons antérieurs) et un seuil critique de l’effet (SCE) de 25 % (voir la section 3.7.1). Lorsque les données sont insuffisantes pour calculer la taille de l’échantillon par une analyse de puissance, la taille minimale de l’échantillon recommandée pour une étude des poissons par échantillonnage létal est de 20 mâles et 20 femelles, sexuellement matures, de deux espèces de poissons, pour chacun des sites d’échantillonnage. Une taille d’échantillon de 20 individus de chaque sexe est utilisée pour l’échantillonnage létal, parce que l’utilisation d’un nombre plus élevé entraîne peu de changements dans les limites de confiance à 95 %. Par exemple, Munkittrick (1992) a établi que, dans le cas du Meunier noir (Catostomus commersonii), une taille d’échantillon supérieure à 16 individus améliorait peu la précision des estimations de la variance.

Lorsqu’il existe des renseignements antérieurs, ils devraient servir à calculer la taille adéquate de l’échantillon avant de faire l’étude des poissons. Il est important également d’examiner la taille de l’échantillon et la variabilité au début de l’étape de conception de l’étude, de sorte à pouvoir modifier le plan d’étude si les estimations de la variabilité sont si élevées que l’étude n’atteindra pas un niveau de puissance adéquat. Le plus grand avantage dans l’étude des poissons provient de la réduction de la variabilité. Lorsque la variabilité est élevée au point que les tailles des échantillons ne sont pas justifiables du point de vue écologique et économique, la première considération devrait être de reprendre la conception de l’étude pour a) réduire la variabilité, b) choisir des espèces de remplacement qui seraient moins variables ou c) considérer une méthode de rechange.

Il est fortement recommandé d’examiner les poissons échantillonnés et d’en déterminer le sexe immédiatement sur le terrain afin d’assurer que le rapport des sexes des poissons prélevés soit égal. La détermination ultérieure en laboratoire du sexe d’échantillons congelés peut révéler un rapport asymétrique des sexes, alors que le rapport des sexes des poissons prélevés sur le terrain devrait être égal.

Il est important d’identifier les poissons immatures (qui ne sont pas en état de frayer) de sorte qu’ils puissent être exclus de l’analyse statistique. Chez les poissons, le développement des gonades n’est pas uniforme dans trois cas, notamment : a) les espèces à pontes multiples chez lesquelles la fraie n’est pas synchronisée, b) les espèces à pontes multiples chez lesquelles l’âge ou la taille des individus déterminent le nombre de pontes par année et c) les populations nordiques de poissons qui peuvent ne pas accumuler des réserves d’énergie suffisantes pour frayer tous les ans. Dans tous ces cas, les poissons doivent être analysés en groupes, et des comparaisons doivent être faites entre les poissons qui vont frayer, et d’autres comparaisons, entre ceux qui ne vont pas frayer. Il est également possible d’analyser la proportion de poissons dans chaque catégorie. Dans les situations où il existe deux groupes ou plus avant l’échantillonnage, il peut être possible, lors de l’échantillonnage, de diviser les poissons en catégories selon leur condition ou leur taille.

Le Programme d’ESEE étant itératif, il n’est pas nécessaire d’effectuer une évaluation complète des populations de poissons à partir d’un seul échantillon. Les mesures sont destinées à servir de substituts pour permettre d’effectuer une évaluation sur plusieurs phases. Tout effet dans l'étude des poissons doit être confirmé au cours d’une phase ultérieure et évalué par rapport aux SCE avant que l’étude ne progresse (le SCE est abordé dans le chapitre 1). Bien que les mesures indiquées ci-dessous soient les mesures requises, il peut s’avérer nécessaire d’en fournir d’autres, en raison de problèmes propres au site ou à une espèce.

Tableau 3-1 : Valeurs mesurées lors de l’étude des populations de poissons afin de calculer les critères d’effets et les critères d’appui relatifs à la croissance, la reproduction, la condition et la survie des poissons (longue description)
Détermination exigée (annexe 5, alinéas 16a) et b) du REMM)Précision
attendue***
Statistiques sommaires à fournir (annexe 5, article 16 du REMM) et autres informations générales
Longueur (à la fourche, totale ou standard)*+/- 1 mmMoyenne, médiane, ET, erreur-type, valeurs minimales et maximales dans les zones d’échantillonnage
Poids corporel total (frais)± 1,0 %Moyenne, médiane, ET, erreur-type, valeurs minimales et maximales dans les zones d’échantillonnage
Âge± 1 an (10 % exigent une confirmation indépendante)Moyenne, médiane, ET, erreur-type, valeurs minimales et maximales dans les zones d’échantillonnage
Poids des gonades (si les poissons ont atteint la maturité sexuelle)± 0,1 g pour les espèces de poissons de grande taille et 0,001 g pour les espèces de poissons de petite tailleMoyenne, médiane, ET, erreur-type, valeurs minimales et maximales dans les zones d’échantillonnage
Poids des œufs (si les poissons ont atteint la maturité sexuelle)± 0,001 g(taille minimale recommandée des sous-échantillons : 100 œufs), moyenne, médiane, erreur-type, valeurs minimales et maximales dans les zones d’échantillonnage
Fécondité ** (si les poissons ont atteint la maturité sexuelle)± 1,0 %Nombre total d’œufs par femelle, moyenne, médiane, erreur-type, valeurs minimales et maximales dans les zones d’échantillonnage
Poids du foie ou de l’hépatopancréas± 0,1 g pour les espèces de poissons de grande taille et 0,001 g pour les espèces de poissons de petite taillemoyenne, médiane, écart-type, erreur-type, valeurs minimales et maximales dans les zones d’échantillonnage
Anomaliess.o.Présence de tout parasite, lésion, tumeur ou de toute autre anomalie
Sexes.o. 

* Si la nageoire caudale est fourchue, mesurer la longueur à la fourche (de l’extrémité de la partie antérieure jusqu’à la fourche de la nageoire caudale). Autrement, mesurer la longueur totale et indiquer le mode de mesure de la longueur utilisé pour chaque espèce. Si une usure prononcée de la nageoire est observée, il faut mesurer la longueur standard.

** La fécondité peut être déterminée en divisant le poids total des ovaires par le poids individuel des œufs, qui peut être estimé en comptant le nombre d’œufs dans un sous-échantillon d’au moins 100 œufs.

*** Pour les poissons de petite taille, l’utilisation d’une balance à au moins trois décimales est recommandée.

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3.4.1.1 Survie

L’âge moyen vise à donner une évaluation des âges dans la population exposée et la population de référence. Si des engins sélectifs de taille, comme des filets maillants, sont utilisés et qu’il existe une différence significative entre les âges moyens des poissons échantillonnés aux deux sites avec des engins identiques, cette différence indique qu’il est nécessaire d’effectuer, lors de phases ultérieures, d’autres études sur la population de poissons et sur la raison de cette différence d’âges. Il est possible d’obtenir plus d’informations à l’aide de graphiques de distribution des âges ou des tailles, en autant que la taille de l’échantillon soit adéquate. En outre, comme de nombreuses espèces de poissons ont une courte durée de vie (moins de quatre ans), il peut s’avérer nécessaire de prélever des poissons immatures et des juvéniles pour être en mesure d’effectuer une évaluation appropriée de cet indicateur d’effet. Il est également très difficile d’obtenir une différence de 25 % dans les âges lorsque les espèces ont une courte durée de vie; il peut être possible de substituer une différence de 25 % dans la taille moyenne (longueur) comme substitut de l’âge dans ces cas.

Une liste des structures pour la détermination de l’âge convenant à diverses espèces sentinelles est présentée au tableau 3-2. En outre, il existe de nombreux ouvrages sur les méthodes de détermination de l’âge (p. ex., Mackay et al., 1990) qu’il est possible de consulter. Les méthodes employées pour la détermination de l’âge doivent être les mêmes pour chaque zone d'échantillonnage ainsi que d’une phase à l’autre. Il faut également se conformer aux modalités d’assurance et de contrôle de la qualité (AQ/CQ) appropriées (p. ex., confirmation par une autre personne). Il est recommandé de conserver toutes les structures ayant servi à déterminer l’âge pour référence ultérieure. S’il est impossible de déterminer l’âge de façon certaine ou à un coût raisonnable, la distribution de fréquences des tailles peut permettre de l’estimer. Cette méthode peut s’avérer particulièrement utile dans les cas de l’échantillonnage d’espèces de petite taille ou d’un échantillonnage non létal. Il serait en outre possible de confirmer les distributions de fréquences des tailles en déterminant l’âge de sous-échantillons représentatifs de chaque classe de taille. Pour de plus amples renseignements sur la distribution de fréquences des tailles, veuillez consulter Nielsen et Johnson (1983).

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3.4.1.2 Utilisation d’énergie (croissance et reproduction)

Les mesures de la croissance et de la reproduction permettent d’évaluer la capacité des poissons d’utiliser la nourriture à leur disposition. La croissance s’entend du changement de taille (poids ou longueur) en fonction du temps ou de l’âge. Dans le cas de la croissance, il peut être utile de recueillir de l’information sur d’autres classes d’âges, afin de savoir s’il se produit des changements dans la croissance des premiers stades du cycle de vie. Cette information sera utile lors de la détermination de l’ampleur de l’effet. Lors des phases suivantes, l’accent devrait être mis sur la confirmation des changements décelés et l’examen de la pertinence des changements pour d’autres classes de tailles et espèces.

La reproduction est évaluée en termes d’effort reproductif, au moyen de mesures de la fécondité, du poids des œufs ou du poids des gonades par rapport à la taille. La reproduction peut être la mesure la plus sensible chez les poissons résidants. Des changements dans l’allocation d’énergie à la reproduction peuvent apparaître en moins d’un an, car les tissus reproducteurs se renouvellent généralement chaque année. La fécondité et le poids des gonades doivent être mesurés à un moment approprié, soit lorsque les tissus reproducteurs sont bien développés. Des changements confirmés dans le poids des gonades pourraient nécessiter la réalisation de travaux additionnels pour en déterminer l’ampleur, notamment si l’on soupçonne que ces changements peuvent varier dans le temps (pour les reproducteurs à pontes multiples) ou se retrouver chez d’autres espèces présentes dans le même milieu.

Tableau 3-2 : Structures suggérées pour la détermination de l’âge d’espèces de poissons canadiennes (longue description)
StructuresFamille ou sous-famille (noms communs ou d’espèces)Commentaires
Épine dorsaleSqualidés (chiens de mer) 
Épine dorsale écaillesPercidés (Perchaude)Épines plus précises pour les poissons plus âgés
OtolithesAnguillidés (Anguille d’Amérique), Athérinidés (Capucette), Batrachoïdidés (poissons-crapauds), Carangidés (carangues), Clupéidés (harengs), Haemulidés (grogneurs), Gastérostéidés (épinoches), Percopsidés (Omisco), Cottidés (chabots) 
Gadidés (morues, Lotte)Structure préférée; difficile de déterminer l’âge à partir des rayons des nageoires pectorales
Otolithes, rayons de nageoiresScombridés (maquereaux) 
Otolithes, quatre premiers rayons marginaux des nageoires pectorales, écaillesCoregoninés (corégones) 
Otolithes, rayons des nageoires pectoralesAcipenséridés (esturgeons) 
Otolithes, rayons des nageoires pectorales, épines dorsales, écaillesPercidés (Doré jaune, Doré noir)Écailles préférées pour les poissons à croissance rapide ou mesurant < 40 cm; épines ou otolithes pour les poissons mesurant > 40 cm (ou > 8 ans), en particulier les poissons à croissance lente
Otolithes, rayons des nageoires pectorales, écaillesCatostomidés (meuniers), Coregoninés (ciscos), Cyprinidés (ménés), Salmonidés (truites, ombles), Sciaenidés (tambours)Rayons de nageoire pour les meuniers très âgés, seuls les otolithes sont utiles pour le Méné jaune, et otolithes pour tous les tambours
Otolithes, écaillesBothidés (turbots), Pleuronectidés (plies) 
Rayons de nageoires pectorales, écaillesEsocidés (Grand Brochet, Maskinongé)Écailles appropriées, mais les rayons de nageoire donnent un meilleur niveau de confiance; le cléithrum est parfois approprié
Épine pectoraleIctaluridés (barbottes) 
ÉcaillesCentrarchidés (crapets, achigans), Cichlidés, Cyprinodontidés (fondules), Hiodontidés (Laquaiche aux yeux d’or et Laquaiche argentée), Mugilidés (muges), Percichthyidés (bars), Serranidés (mérous), Sparidés (spares)Rayons de nageoire pour les individus très âgés
Vertèbres, rayons de nageoireLophiidés (baudroies) 
Centre de vertèbreRajidés (raies) 

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3.4.1.3 Accumulation d’énergie (condition)

Les mesures des réserves d’énergie fournissent des renseignements importants sur la disponibilité et la qualité de la nourriture dont disposent les poissons. Le Programme d’ESEE utilise la condition (relation entre la longueur et le poids) et la taille du foie comme indicateurs des réserves d’énergie. Comme dans le cas d’autres indicateurs, la cohérence des résultats obtenus pour les différents indicateurs est importante. Le poids du foie peut augmenter pour diverses raisons, telles que le stockage de lipides et de glycogène, mais aussi en raison d’un accroissement de l’activité de détoxication.

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3.4.1.4 Anomalies

Durant l’étude des poissons, il faut aussi réaliser un examen visuel des poissons afin de déceler la présence d’anomalies externes et internes, telles que des déformations au niveau du corps, des nageoires, des yeux, la présence de lésions, de tumeurs, de néoplasmes, de cicatrices ou d’autres anomalies, telles que des nageoires érodées, effilochées ou hémorragiques, de lésions internes, d’excroissances anormales, de parasites et d’autres observations inhabituelles. Il est également recommandé de prévoir un champ sur la feuille d’enregistrement des données pour consigner d’autres observations importantes. La photographie peut être un outil précieux pour documenter les anomalies évidentes observées sur les poissons capturés.

Il est recommandé d’intégrer sur la feuille d’enregistrement des données un croquis grossier des espèces échantillonnées en vue d’y localiser, le cas échéant, les anomalies externes détectées. Ces informations pourront être utilisées ultérieurement si des différences significatives existent entre la zone de référence et la zone exposée.

Un complément d’information sur l’anatomie des poissons se trouve dans des manuels de biologie générale des poissons. Des instructions pour la description de tumeurs peuvent être trouvées (en anglais seulement) sur http://www.glfc.org/tumor/tumor1.htm (J.J. Black, Gross Signs of Tumors in Great Lakes Fish: A Manual for Field Biologists) ou encore dans C. Uhland et al., Les maladies des poissons d’eau douce du Québec – Guide de diagnostic.

Tableau 3-3 : Indicateurs et critères d’effets utilisés pour les différents types d’études des poissons (description longue)
Indicateurs d’effetsCritères d’effets et d’appui pour les études létalesCritères d’effets et d’appui pour les études non létalesCritères d’effets et d’appui pour les études des mollusques sentinelles
Survie*Âge
*Distribution de fréquences des classes d’âges
Distribution de fréquences des longueurs
*Distribution de fréquences des longueurs
Distribution de fréquences des classes d’âges (si possible)
*Analyse de la fréquence des longueurs
Croissance*Taille selon l’âge (poids corporel selon l’âge)
Longueur selon l’âge
*Longueur des jeunes de l’année (âge 0+) à la fin de la période de croissance
*Poids des jeunes de l’année (âge 0+) à la fin de la période de croissance
Taille des poissons 1+
Taille selon l’âge (si possible)
Poids humide des animaux entiers
Longueur et largeur de la coquille
Poids humide des tissus mous
Reproduction*Poids des gonades selon le poids corporel
Poids des gonades selon la longueur
Fécondité (nbre d’œufs par femelle selon le poids corporel, la longueur et/ou l’âge)
*Abondance relative des jeunes de l’année (% de jeunes de l’année)
Survie des jeunes de l’année
*Poids des gonades selon le poids corporel (indice gonado-somatique [IGS]) (bivalves seulement)
Condition*Poids corporel selon la longueur
*Poids du foie selon le poids corporel
Poids du foie selon la longueur
Poids des œufs selon le poids corporel et/ou l’âge (femelles matures seulement)
*Poids corporel selon la longueur*Poids (poids secs des animaux entiers, poids sec de la coquille ou des tissus mous) en fonction de la longueur de la coquille
Poids des tissus mous en fonction du poids de la coquille
Poids des tissus mous en fonction du volume de la coquille

* Critères d’effets des études des poissons utilisés pour établir la présence ou non d’effet, un effet étant défini comme une différence statistiquement significative entre les données des zones exposées et celles des zones de référence. Des critères d’appui peuvent aussi être utilisés pour appuyer les analyses.

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3.4.2 Échantillonnage non létal

Ce type d’échantillonnage ne doit être utilisé que dans des situations où cela est justifié, c'est-à-dire lorsqu’il existe une préoccupation réelle au sujet des répercussions potentielles de l'échantillonnage sur les populations de poissons composées de peu d’individus. L’échantillonnage létal des adultes est privilégié dans la mesure du possible, bien que les renseignements qui sont obtenus à partir d’échantillons non létaux lorsqu’un grand nombre de poissons sont prélevés au cours de l’échantillonnage puissent être également précieux. Les indicateurs utilisés pour l’échantillonnage non létal sont présentés au tableau 3-3, et les renseignements supplémentaires sur l’analyse statistique pour l'échantillonnage non létal se trouvent au chapitre 8.

Si la seule option pour une installation est de réaliser un échantillonnage non létal de poissons pour évaluer les effets sur la population de poissons d’un effluent, il est recommandé de prélever un minimum de 100 poissons plus âgés que les jeunes de l'année à chaque site d'étude. Il faut également conserver et échantillonner (mesurer) les jeunes de l'année obtenus pendant la collecte des 100 poissons plus âgés. Les jeunes de l’année peuvent généralement être séparés des autres groupes en fonction de leur taille; toutefois, cela ne sera peut-être pas possible pour les espèces ayant des périodes de fraie prolongées. La proportion des poissons qui sont des jeunes de l'année doit être estimée à partir des 100 premiers poissons recueillis. Si l’abondance des jeunes de l’année est extrêmement élevée (plus de 80 à 90 %), l’échantillonnage doit se poursuivre jusqu’à ce que 100 poissons autres que des jeunes de l’année aient été capturés afin de calculer la distribution de fréquences des tailles des poissons plus âgés. La collecte des poissons supplémentaires autres que des jeunes de l'année permet de mieux caractériser les groupes de poissons plus âgés. Les poissons plus âgés que les jeunes de l’année recueillis doivent représenter la gamme complète des tailles de poissons et ils doivent être représentatifs de la population (matures et immatures). Les tailles d'échantillon recommandées pour chaque site donneront une bonne idée de la répartition de la population entre les différentes classes de longueurs-poids. De même, lorsqu’on examine les différences entre l’abondance relative des jeunes poissons par rapport aux poissons matures, on obtient une assez bonne résolution (Gray et al., 2002).

Dans la mesure du possible, l’échantillonnage doit être effectué lorsque les jeunes de l'année ont une taille exploitable avec les engins de pêche utilisés. De plus, il faut utiliser les mêmes engins d’échantillonnage dans les zones d’exposition et de référence; s’il n’est pas possible d’utiliser les mêmes engins dans ces différentes zones ou s’il faut utiliser plusieurs engins, alors les distributions de fréquences des tailles dans un site doivent être comparées d’un engin à l’autre. S’il y a des différences de tailles entre les poissons recueillis avec des engins différents, les comparaisons entre les sites doivent se limiter au type d’engin. Les techniques d'échantillonnage et les efforts connexes doivent être identiques dans toutes les zones d’échantillonnage. Il faut éviter la mise en commun des données provenant de diverses techniques d’échantillonnage, et toutes les méthodes utilisées doivent être déclarées. Si plus d’un type d’engin est utilisé, il faut consigner les poissons attrapés par chaque méthode, et toute mise en commun de données doit être clairement décrite. Il faut mesurer la longueur (± 1 mm) et le poids (± 0,01 g) (Gray et Munkittrick, 2005) des poissons, les examiner afin de déceler la présence d’anomalies externes et déterminer leur sexe au moyen d’une méthode de détermination externe, si possible. Tous les poissons doivent ensuite être rejetés à l’eau. Dans la mesure du possible, un petit nombre de poissons plus grands devraient être sacrifiés afin de vérifier l’âge des individus plus âgés. Si on n’utilise que des adultes, il faudrait effectuer l'échantillonnage en priorité avant la saison de la fraie ou au début de celle-ci (se reporter aux conseils relatifs aux périodes d’échantillonnage privilégiées au tableau 3-5). Cependant, s’il faut recueillir des jeunes de l’année, il vaudrait mieux attendre à la fin de l’automne, puisqu’il sera plus facile de mesurer ces jeunes pour la plupart des espèces. L’échantillonnage des jeunes de l’année en automne sera beaucoup plus difficile si les poissons ne sont pas des reproducteurs synchrones uniques du printemps, étant donné que les distributions de fréquences des tailles des jeunes de l’année seront plus étendues.

Un grand nombre de zones peuvent généralement faire l’objet d'un échantillonnage pour la réalisation d’une étude non létale, et la mine est encouragée à échantillonner plusieurs sites d’exposition et de référence. Les programmes qui échantillonnent des adultes et des jeunes de l'année permettront une évaluation maximale des indicateurs d’effets.

Le choix des espèces pour l’échantillonnage non létal peut être difficile, et il sera souvent fondé sur la disponibilité. Lorsqu’il y a du choix, un reproducteur synchrone du printemps offrira le plus d’avantages en matière de différenciation des jeunes de l'année des autres classes d’âges. La différenciation des classes d’âges peut aussi être influencée par la longévité de l’espèce. Une espèce annuelle telle que la Capucette ne présente qu’une classe d’âge, ce qui élimine le besoin de différencier les classes d’âge. Une espèce ayant une courte durée de vie (deux à trois ans), une croissance rapide et des groupes d’âges qui se distinguent aisément présente aussi des avantages. Cependant, ces espèces ne sont pas toujours disponibles. 

Lorsqu’il est possible de choisir parmi plusieurs espèces, il est recommandé de recueillir des échantillons initiaux et de comparer les espèces selon la capacité à distinguer les jeunes de l’année et les groupes d’âges.

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3.4.2.1 Survie (distributions de fréquences des tailles)

L’utilisation de renseignements relatifs à l’âge de nombreuses espèces de poissons ayant une courte durée de vie comporte des défis. Si un poisson vit pendant deux ou trois ans, il ne sera pas possible de mesurer une différence de 25 % de l'âge moyen. Si les structures prélevées de façon non létale pour la détermination de l’âge n’ont pas été validées pour l’espèce sentinelle en cours d’utilisation, alors la distribution de fréquences des tailles doit être examinée comme remplacement pour les différences d'âges.

La distribution de fréquences des tailles doit être comparée entre les zones d’exposition et de référence au moyen du test de Kolmogorov-Smirnov, bien que ce test soit peu sensible. Les comparaisons des tailles doivent examiner les distributions de fréquence pour les jeunes de l’année de façon séparée, pour les deux mesures de taille combinées. Si des différences sont décelées, les phases ultérieures devront être axées sur la compréhension de cette différence et des causes éventuelles. Lorsque cela est possible, la vérification des âges des poissons plus grands et des jeunes de l'année peut s'avérer utile.

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3.4.2.2 Utilisation d'énergie

Il devrait être possible, à la plupart des sites, d'obtenir des estimations de la croissance et de la reproduction à l’aide de méthodes non létales. D’une part, la croissance peut être évaluée d'après la taille des jeunes de l'année au terme de la saison de croissance et d'après la taille des poissons d’âge 1+. De plus, une comparaison de la taille des jeunes poissons de l'année entre les sites constitue un bon indicateur de croissance, car il s'agit d’un indicateur direct, par rapport à la comparaison de la taille selon l’âge, qui est indirect. Les jeunes de l’année sont utilisés, parce que leur croissance est en totalité attribuable aux conditions environnementales depuis la période de fraie, et que la croissance n’est pas compliquée par l’énergie consacrée au développement de la fonction de reproduction. Les différences de périodes de fraie entre les sites seront intégrées à cette analyse. Il est aussi possible d'obtenir une estimation de la croissance en suivant, en fonction du temps, les changements dans les distributions de fréquences des tailles (p. ex., reprendre des mesures à tous les deux mois aux mêmes sites) ou de la taille moyenne (cela nécessiterait un deuxième échantillonnage pour les déterminer). Si l'espèce de poisson choisie est sexuellement dimorphe en apparence, il est possible d'examiner s’il existe des différences propres au sexe dans le taux de croissance.

La reproduction peut être évaluée en examinant l’abondance relative des classes d’âges les unes par rapport aux autres ou celle des jeunes de l’année par rapport au reste de la population (Gray et al., 2002) ou d’après la survie des jeunes de l'année, ce qui nécessite deux périodes d’échantillonnage. Une distribution de fréquences de longueurs peut être utilisée à défaut d’avoir une distribution de fréquences d’âges. En outre, une analyse des fréquences de tailles peut servir à examiner les distributions des tailles et les distributions des coefficients de condition (calculés à l’aide des données sur la longueur et le poids), et à inférer les distributions des âges et les données sur les tailles en fonction de l’âge (si l’âge peut être obtenu) (Gray et al., 2002). Dans la mesure du possible, il est recommandé de recueillir les structures pour la détermination de l’âge sur des sous-échantillons de chaque classe d’âges, au cas où l’âge devrait être vérifié (comme à la section 3.4.1.1, l’utilité des renseignements portant sur l’âge est moindre dans les situations où l’espèce a une courte durée de vie). Chez le Chabot visqueux, la croissance rapide des jeunes poissons de l’année au printemps peut entraîner un chevauchement de cette classe d’âge avec la suivante (1+), ce qui rend leur différenciation difficile (Gray et al., 2002). La capacité de distinguer les jeunes de l’année dépendra de la durée de la saison de fraie et de la durée s’écoulant entre la période de fraie et la période d'échantillonnage. La solution la plus facile réside peut-être (pour les espèces se reproduisant au printemps et au début de l'été) dans l’examen des distributions de fréquences des longueurs en utilisant des données de la fin de l’été et du début de l’automne, lorsque les jeunes de l'année sont les plus faciles à distinguer. Afin d'évaluer les différences d’abondance relative des jeunes de l’année entre la zone d’exposition et la zone de référence, un test de Kolmogorov-Smirnov peut être effectué sur la distribution de fréquences des longueurs avec et sans l’inclusion des jeunes de l'année. Si l’inclusion des jeunes de l'année modifie l'interprétation de la différence (c’est-à-dire qu’elle est significative lorsqu’ils sont inclus et qu’elle ne l’est pas sans eux), alors il y a aussi une différence dans l’abondance relative des jeunes de l'année. Sinon, un plus grand nombre de sites peuvent être soumis à un échantillonnage pour permettre l’utilisation de plus de méthodes statistiques, ou les proportions de jeunes de l’année peuvent être comparées à l'aide d'un test du khi carré.

Il ne sera peut-être pas possible de distinguer les jeunes de l’année dans le cas des espèces qui se reproduisent plusieurs fois, dans les régions du nord où ces jeunes peuvent apparaître plus tard dans l'année, ou dans des situations où il existe des différences de préférence d'habitat qui dépendent de l’âge chez une espèce. Dans ces cas, il ne sera pas possible de déduire facilement les impacts potentiels sur la reproduction. Un certain jugement professionnel sera requis. Si l’espèce vit plusieurs années et que les poissons immatures peuvent être distingués de façon non létale (l’état du poisson lorsque la période de fraie approche peut être utilisé dans de nombreuses situations pour cela), la proportion de poissons immatures peut être utilisée en remplacement. Dans les situations où cela est impossible, il faudra alors réaliser une interprétation à partir des distributions des tailles uniquement, et dans ce cas, faire preuve de vigilance tout en ayant conscience des répercussions potentielles de la mortalité des adultes sur l'interprétation.

Enfin, il est important de se souvenir qu’une différence de température de l’eau entre les sites aura une incidence sur la période de fraie. Ainsi, les différences relevées à la fin de l’été en matière de distribution des tailles pourraient tout aussi bien découler de différences dans les périodes de fraie dues à la température que d’autres causes potentielles. Si une différence de température de l’eau entre des sites est soupçonnée être une cause importante des différences observées, alors des études ultérieures devront déterminer si cette différence de température entre les sites est due à la mine ou au choix inadéquat des sites de référence.

S’il est possible de faire plusieurs campagnes d’échantillonnage, il peut également être possible de mesurer les changements dans la condition avant et après la fraie comme indicateur de l’investissement en matière de reproduction. Chez certaines espèces de petite taille, les femelles sont très faciles à distinguer en période de fraie à partir du coefficient de condition. Pour obtenir l’investissement en matière de reproduction, les différences de coefficient de condition des femelles entre les sites avant la période de fraie ou une indication du changement avant et après cette période chez les femelles pourraient être utilisées si les femelles peuvent être distinguées après la période de fraie.

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3.4.2.3 Condition

Le coefficient de condition k peut être évalué par la relation (k = 100 000 × pds/l3) des poissons examinés, où pds représente le poids en grammes, et l représente la longueur en millimètres. L’analyse pertinente pour l’interprétation finale est une analyse de la covariance du poids par rapport à la longueur, par site.

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3.4.3 Mollusques sauvages

En l’absence de poissons appropriés au suivi, le prélèvement de mollusques sauvages, comme des huîtres ou des moules, peut s’avérer une option. En effet, les mollusques sont inclus dans la définition du terme « poissons » dans la Loi sur les pêches, et ils ont été utilisés par quelques fabriques de pâtes et papiers dans leur Programme d’ESEE. Leur utilisation comporte toutefois certains inconvénients, notamment les difficultés associées à la détermination de l’âge des individus et à l’estimation de l’allocation d’énergie à la reproduction chez certaines espèces. Les crabes et les homards ne sont pas des espèces adéquates, parce que leur âge ne peut pas actuellement être déterminé avec précision (Environnement Canada, 1997). Il existe des directives sur l’utilisation de l’indice gonadosomatique relatif (indice somatique mantélique [ISM]) pour les bivalves (voir les directives relatives au mésocosme dans le chapitre 9).

Les mollusques constituent un groupe taxinomique diversifié qui inclut les bivalves et les gastéropodes, et ils sont largement répandus dans tout le Canada. Les mollusques possèdent de nombreuses qualités recherchées chez une espèce utilisée à des fins de suivi :

  • ils sont relativement sédentaires, bien que certaines espèces (les unionidés) puissent migrer sur de courtes distances (mètres) dans leur habitat;
  • ils sont largement distribués dans tout le Canada, et sont identifiés sans le besoin de connaissances taxinomiques poussées;
  • la plupart des spécimens de bivalves unionidés sont assez gros pour fournir une quantité de tissus suffisante pour le dosage;
  • plusieurs espèces de bivalves ont démontré qu’elles accumulaient facilement de nombreux produits chimiques de sources diverses (eau, sédiments, nourriture) et présentaient des effets sublétaux associés à l’exposition;
  • la croissance des bivalves est relativement facile à mesurer, et il a été démontré que ce facteur était aussi sensible, sinon plus, que les tests normalisés de mortalité avec des espèces comme les daphnies, les Ménés à grosse tête et les Truites arc-en-ciel (voir Salazar et Salazar, 2001).

En général, les périodes de reproduction et les fluctuations de l’abondance des mollusques sont liées au climat et à la quantité de nourriture disponible. Pour la plupart des types d’habitats lotiques et lentiques, il est préférable d’effectuer l’échantillonnage en automne, car la majorité des taxons y seront présents et/ou seront de taille assez grande pour être facilement prélevés. Dans les milieux marins, l’échantillonnage devrait être effectué à la fin de l’été ou à l’automne, car les populations comprenant des recrues printanières seront stables à ce moment-là.


3.5 Période d’échantillonnage

Il faut tenir compte d’une gamme de facteurs lorsque vient le temps de choisir la période d’échantillonnage, y compris le comportement migratoire possible de certaines espèces sentinelles, les conditions hydrologiques (p. ex., débit, turbidité, action des vagues), l’accessibilité et le cycle de développement des gonades. Lorsqu’il y a des données historiques, il convient de les examiner à cette étape et, si possible, d’effectuer l’étude durant la même période qu’aux phases précédentes afin de pouvoir comparer les études entre elles.

L’échantillonnage devrait avoir lieu lorsque les tissus des gonades sont suffisamment développés, afin d’être en mesure de bien évaluer la présence d’effets sur la fonction reproductive. Cependant, pour plusieurs espèces de poissons, cette information est inconnue. Les espèces pour lesquelles il existe de l’information détaillée sur la biologie et les caractéristiques du cycle vital devraient être privilégiées comme espèces sentinelles, afin que l’échantillonnage puisse être synchronisé avec le développement optimal des tissus gonadiques.

Des recherches ont récemment été menées pour établir le moment optimal d’interprétation du stade de développement des gonades en utilisant des collections saisonnières de poissons de diverses espèces. Cinq types de poissons, répartis d’après leurs caractéristiques de fraie, ont été identifiés, et le tableau 3-4 indique les périodes d’échantillonnage recommandées selon des études de prélèvement de référence. Ces dernières comprenaient des espèces de poissons d’eau douce du Canada qui sont des reproducteurs synchrones (comme le Chabot visqueux; Gray et al., 2005; Brasfield, 2007), des reproducteurs à pontes multiples ne frayant que quelques fois chaque année (comme le Naseux noir de l’Est [Rhinichthys atratulus]; Galloway et Munkittrick, 2006; Hicks et Munkittrick, données inédites), des reproducteurs à pontes multiples frayant à de nombreuses reprises chaque saison (comme le Ventre rouge du nord [Chrosomus eos]; Carroll, 2007) et des reproducteurs asynchrones (frayant à intervalle de quelques jours, comme le Choquemort [Fundulus heteroclitus]; McMullin et al., 2009). Un cinquième type de poissons d’eau douce comprend les espèces à développement asynchrone qui ne frayent que tous les deux ans à cause de la basse température de l’eau et/ou d’un manque de nourriture. Cette variabilité a une forte incidence sur les besoins en matière de puissance et de taille des échantillons.

L’examen de ces données a permis de confirmer que la puissance de détection de différences est plus élevée à des moments particuliers et lorsque les gonades sont suffisamment développées pour pouvoir déceler un effet. Les énoncés présentés au tableau 3-4 sont des généralisations et peuvent ne pas s’appliquer à toutes les espèces ou dans toutes les régions. Il faudrait consulter la personne-ressource d’ESEE de la région pour obtenir une mise à jour des directives régionales.

Chez les reproducteurs synchrones, il y a une différence temporelle dans le développement des gonades entre les mâles et les femelles. On peut habituellement obtenir des données adéquates sur les reproducteurs synchrones de printemps en réalisant les échantillonnages aussi tard que possible à l’automne ou avant la fraie au printemps. Si on dispose déjà de données pour un site, on peut estimer la stratégie de reproduction d’après l’ordre de grandeur du coefficient de corrélation (R2) entre le poids des gonades et le poids corporel, si les échantillonnages précédents ont été effectués à un moment lorsque les gonades étaient bien développées.

Tableau 3-4 : Périodes optimales suggérées pour l’échantillonnage de poissons pour une ESEE (description longue)
Type de reproducteursPériode d’échantillonnageR2 pour la relation entre le poids des gonades et le poids corporel pour les femelles de la zone de référence
Reproducteurs synchronesFin de l’automne (dans le cas des reproducteurs de printemps)
Début ou milieu de l’été (dans le cas des reproducteurs d’automne)
> 0,85
Reproducteurs à pontes multiples, quelques reprises4 à 6 semaines avant la première ponte (d’avril au début de mai habituellement)0,4 < R2 < 0,8
Reproducteurs à pontes multiples, nombreuses reprisesAussi près du début de la fraie que possible< 0,4
Reproducteurs asynchronesAprès le début de la fraie ou près du début de la période de fraieNon significatif
Développement asynchrone (tous les deux ans)Diviser les groupes et les traiter séparémentDeux groupes de poissons d’un site montrant des pentes différentes

La durée de la période de fraie complique l’évaluation dans le cas des espèces de poissons à pontes multiples. Dans le cas de ces espèces, il peut être intéressant d’utiliser la distribution des classes d’âges ou de longueurs comme indice complémentaire du succès de la reproduction.

Les reproducteurs à pontes multiples qui ne frayent que quelques fois chaque année devraient être échantillonnés au moins six semaines avant le début de la période de la fraie (pour de l’information sur les températures au moment de la fraie, consulter Scott, 1967; Scott et Crossman, 1974; Roberts, 1988; Nelson et Paetz, 1992; Jenkins et Burkhead, 1993; Coad et al., 1995). Cette différence pourrait être due à une augmentation de la variabilité de la relation entre le poids des gonades et le poids corporel à mesure que la période de la fraie approche, à cause de l’absence de synchronisation du moment de la deuxième ponte (Galloway et Munkittrick, 2006). Les reproducteurs à pontes multiples qui frayent à de nombreuses reprises chaque année et les reproducteurs asynchrones devraient être échantillonnés près du début de la période de la fraie en raison du développement rapide de leurs gonades.

Des données du Programme d’ESEE ont été utilisées pour les fabriques de pâtes et papiers (cycles 1 à 3) afin d’examiner les conséquences d’un échantillonnage effectué à un moment inopportun. Dans plus de 33 % des études antérieures, les poissons appartenant à des espèces de poissons de grande taille ont été échantillonnés en dehors de la période optimale, mais l’interprétation des données divergeait peu d’après la comparaison des études optimales et des études sous-optimales. Toutefois, les espèces de poissons de petite taille ont été échantillonnées à des périodes sous-optimales dans plus de 75 % des cas, et les données recueillies en dehors des périodes optimales n’ont pas permis de déceler des effets importants sur la taille des gonades ou du foie (Barrett et Munkittrick, données inédites).

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Tableau 3-5 (révisé en avril 2013): Espèces de poissons couramment utilisées dans les ESEE, aspects à considérer dans la conception du plan d’étude et périodes d’échantillonnage recommandées (basé sur l’étude de Barrett et Munkittrick, 2010) (description longue)
Famille
Nom commun
(Genre et espèce†)
Stratégie de reproductionPériode
de fraie
(mois)
Temp.
fraie
(ºC)
Période
d’échantillonnage
Salmonidés
Touladi
(Salvelinus namaycush)
S8-128-114-6 sem. avant la fraie
Omble de fontaine
(Salvelinus fontinalis)
S8-12<114-6 sem. avant la fraie
Omble chevalier
(Salvelinus alpinus)
S(I), K8-121-34-6 sem. avant la fraie
Dolly Varden
(Salvelinus malma)
S(I)9-1184-6 sem. avant la fraie
Omble à tête plate
(Salvelinus confluentus)
S(I)8-105-94-6 sem. avant la fraie
Truite fardée
(Salmo clarki)
S(I)2-55-6Fin de l’automne
Truite arc-en-ciel
(Oncorhynchus mykiss)
S3-55-13Fin de l’automne
Ombre arctique
(Thymallus arcticus)
S(I)5-75-10Fin de l’automne
Ménomini de montagnes
(Prosopium williamsoni)
S(I)9-103-54-6 sem. avant la fraie
Ménomini rond
(Prosopium cylindaceum)
S(I)11-122.8-4.44-6 sem. avant la fraie
Grand Corégone
(Coregonus clupeaformis)
S(I)10,1184-6 sem. avant la fraie
Cisco de lac
(Coregonus artedii)
S(I)9-11<44-6 sem. avant la fraie
Hiodontidés
Laquaiche aux yeux d’or
(Hiodon alosoides)
S5-710-12.8Fin de l’automne
Laquaiche argentée
(Hiodon tergisus)
S(I)4-610-13Fin de l’automne
Esocidés
Grand Brochet
(Esox lucius)
S(IGS)3-44.4Fin de l’automne
Cyprinidés
Carpe
(Cyprinus carpio)
M5-817-234-6 sem. avant la fraie
Ouitouche
(Semotilus corporalis)
S?516.64-6 sem. avant la fraie
Mulet à cornes
(Semotilus atromacualtus)
S(IGS)4-712.8-174-6 sem. avant la fraie
Méné deux-barres
(Mylocheilus caurinus)
S(IGS)4-710-154-6 sem. avant la fraie
Méné de lac
(Couesius plumbeus)
S?4-8144-6 sem. avant la fraie
Naseux de rapides
(Rhinichthys cataractae)
M4-8114-6 sem. avant la fraie
Naseux noir de l’Est
(Rhinichthys atratulus)
M5-6214-6 sem. avant la fraie
Mulet perlé
(Margariscus margarita)
S or M?3-617.2-18.34-6 sem. avant la fraie
Ventre rouge du Nord
(Phoxinus eos)
MM6-813Fraie
Méné à tache noire
(Notropis hudsonius)
S or M?5-718.34-6 sem. avant la fraie
Méné pâle
(Notropis volucellus)
S5-8?4-6 sem. avant la fraie
Méné émeraude
(Notropis atherinoides)
M?6-920.1-23.24-6 sem. avant la fraie
Méné à museau noir
(Notropis heterolepis)
M6-8?4-6 sem. avant la fraie
Méné à nageoires rouges
(Luxilus cornutus)
Ma5-7164-6 sem. avant la fraie
Méné jaune
(Notemigonus crysoleucas)
M5-820-274-6 sem. avant la fraie
Méné rose
(Richardsonius balteatus)
S? or M?5-814.5-184-6 sem. avant la fraie
Méné à museau arrondi
(Pimephales notatus)
MM4-820Fraie
Méné à grosse tête
(Pimephales promelas)
MM4-815.6Fraie
Catostomidés
Meunier noir
(Catostomus commersoni)
S(I)5-610-12Fin de l’automne
Meunier rouge
(Catostomus catostomus)
S(I)4-55-15Fin de l’automne
Meunier à grandes écailles
(Catostomus macrocheilus)
S(I)5-610-12Fin de l’automne
Meunier de l’Ouest
(Catostomus columbianus)
S(I)66-13Fin de l’automne
Chevalier rouge
(Moxostoma macrolepidotum)
S(I)5-610-15Fin de l’automne
Chevalier blanc
(Moxostoma anisurum)
S(I)610-14Fin de l’automne
Ictaluridés
Barbotte brune
(Ameiurus nebulosus)
S(IGS), G5-7204-6 sem. avant la fraie
Barbue de rivière
(Ictalurus punctatus)
S(I), G5-721-304-6 sem. avant la fraie
Fundulidés
Choquemort
(Fundulus heteroclitus)
MM4-815-30Fraie
Gadidés
Lotte
(Lota lota)
S, K12, 1-31-4Fin de l’automne
Atherinidés
Capucetteb
(Menidia menidia)
M6-79-124-6 sem. avant la fraie
Gasterostéidés
Épinoche à cinq épines
(Culaea inconstans)
MM, G4-88Fraie
Épinoche à trois épines
(Gasterosteus aculeatus)

MM, G
4-10?Fraie
Épinoche à neuf épines
(Pungitius pungitius)
MM, G5-711.5Fraie
Percopsidés
Omisco
(Percopsis omiscomaycus)
M5-815.6-204-6 sem. avant la fraie
Centrarchidés
Crapet de roche
(Ambloplites rupestris)
S/M, G5-620.5-264-6 sem. avant la fraie
Crapet-soleil
(Lepomis gibbosus)
S/M, G5-819.44-6 sem. avant la fraie
Achigan à petite bouche
(Micropterus dolomieui)
S(I), G5-612-244-6 sem. avant la fraie
Percidés
Doré jaune
(Sanders vitreus)
S(IGS)4-55.6-10Fin de l’automne
Perchaude
(Perca flavescens)
S(IGS)4-56.7-19Fin de l’automne
Dard à ventre jaune
(Etheostoma exile)
S(I), G5,616.44-6 sem. avant la fraie
Raseux-de-terre noir
(Etheostoma nigrum)
S, G4-6104-6 sem. avant la fraie
Fouille-roche zébré
(Percina caprodes)
S(I)610-154-6 sem. avant la fraie
Cottidés
Chabot tacheté
(Cottus bairdii)
S(I), G55-164-6 sem. avant la fraie
Chabot visqueux
(Cottus cognatus)
S(I), G55-104-6 sem. avant la fraie
Chabot de torrent
(Cottus rhotheus)
S(I), G4-6>5?4-6 sem. avant la fraie
Chabot à tête plate
(Cottus ricei)
S?, G5-74-64-6 sem. avant la fraie
Chaboisseau à épines courtes
(Myoxocephalus scorpius)
S, G11-123-54-6 sem. avant la fraie
Chaboisseau à dix-huit épines
(Myoxocephalus octodecimspinosus)
S(IGS) G?11,12,13-54-6 sem. avant la fraie
Pleuronectidés
Plie rouge
(Pseudopleuronectes americanus)
S, K5,63Fin de l’automne
Labridés
Tanche-tautogue
(Tautogolabrus adspersus)
S(I)7,811.5-18.34-6 sem. avant la fraie
Pholidés
Sigouine de roche
(Pholis gunnellus)
S, G12,1,2<7Fin de l’automne

† Les noms français d’espèces ont été tirés en majeure partie du site Internet Faune vertébrée du Québec du ministère des Ressources naturelles et de la Faune du Québec à l’adresse : http://www3.mrnf.gouv.qc.ca/faune/vertebree/index.asp
Stratégies de reproduction:
S, une seule ponte; M, pontes multiples (quelques reprises); MM, pontes multiples (nombreuses reprises); K, saute une période de fraie; G, gardent les nids et (ou) fournissent une certain forme de soins parentaux  aux œufs ou aux jeunes; (IGS), stratégie déterminée grâce aux données sur l’IGS échelonnées sur un cycle de reproduction; (I), strategie présumée ou certaines informations appuyant une stratégie particulière (e.g., durée de la saison de fraie); ?, données non disponibles pour appuyer une stratégie reproductive, la stratégie a été prédite sur la base d’observations par les auteurs de la grosseur des ovules dans des ovaires matures.
Période de fraie:
Nombres de 1 à 12 indiquant les mois durant lesquels l’espèce est connue pour frayer au Canada. Les intervalles correspondent à tous les mois dans cet intervalle (e.g., 5–7 correspond aux mois de mai, juin et juillet).
Température de fraie:
Une température unique associée aux symboles > ou <  indique le seuil auquel une espèce est connue pour initier les activités de fraie; une température unique sans les symboles > ou <  correspond simplement à une température de fraie unique fournie dans la littérature; un intervalle de températures indique l’intervalle de températures auxquelles des activités de fraie ont été observées; ? indique que des données sur la température n’étaient pas disponibles ou les valeurs ont été prédites en se basant sur des données relatives à d’autres espèces du même genre.
Périodes d’échantillonnage:
Fin de l’automne, aussi tard que possible avant l’apparition de la glace; 4–6 semaines avant la fraie, quatre à six semaines avant la première ponte; fraie, près du début de la première période de fraie.

a La stratégie de reproduction selon Barrett et Munkittrick 2010 est S(I). Cependant, des données de 2011 et 2012 provenant du Nouveau Brunswick semblent indiquer que les Ménés à nageoires rouges sont des reproducteurs à pontes multiples (Barrett, comm. pers., avril 2013).

b Stratégie de reproduction, période de fraie et période d’échantillonnage recommandée présentées dans Barrett et Munkittrick 2010 ont été révisées suite aux résultats d’une étude plus récente menée au Nouveau Brunswick (Barrett, pers. comm., avril 2013).


3.6 Vérification de l’exposition des poissons

Il est crucial de concevoir les études de façon à maximiser la possibilité de détecter des effets éventuels. Pour y parvenir, l’échantillonnage devrait être réalisé au bon moment de l’année, avec les engins de pêche et les zones de référence appropriés et lorsque les poissons résident dans la zone exposée à l’effluent. S’il est incertain que le poisson soit exposé à l’effluent de la mine, il faudrait envisager de modifier l’étude (en choisissant d’autres espèces, en utilisant des traceurs, en changeant le moment de l’échantillonnage ou en changeant la zone exposée ou la zone de référence) ou d’utiliser des méthodes de suivi de rechange à la phase suivante.

La controverse survient lorsque les poissons ne montrent aucune différence dans leurs caractéristiques entre les sites en l’absence d’un indicateur d’exposition. Dans ce cas, il est difficile de déterminer si les poissons présents dans les deux zones proviennent de la même population. Pour vérifier que les poissons pris dans la zone exposée ont été exposés à l’effluent et que les poissons pris dans la zone de référence ne l’ont pas été, il peut être nécessaire d’utiliser un traceur qui s’accumule dans les tissus de poissons. Le choix du traceur sera fonction du type de mine et de la complexité du milieu récepteur.

Il est possible de déduire qu’il y a eu exposition en examinant les teneurs en métaux des tissus des indicateurs. Les indicateurs et les tissus à analyser varient selon le type de mine et les espèces utilisées. En général, ce sont les branchies, le foie et le rein qui conviennent le mieux pour estimer l’exposition et la biodisponibilité des métaux. Il a été démontré que le mercure est le seul métal préoccupant qui s’accumule dans le tissu musculaire. Par conséquent, si la contamination par le mercure est une source de préoccupation, des tissus musculaires dorsaux devraient être analysés. Le sang et le tissu osseux peuvent refléter l’exposition au plomb, et ils devraient être analysés si le plomb est le principal élément préoccupant (Hodson et al., 1984). Les concentrations dans les os constituent normalement le meilleur indicateur d’une exposition à long terme aux métaux, tandis que les concentrations dans le sang sont une indication d’une exposition de courte durée (ETIMA, 1998). Sur les espèces de grande taille, il est possible de prélever des échantillons de foie ou de rein. Les tissus devraient être congelés en vue de leur préparation et de leur analyse ultérieures. Pour les espèces de petite taille (< 10 cm), le dosage peut être effectué à partir de spécimens entiers ou éviscérés (retrait du tube digestif). Voir la section 3.11 pour en apprendre davantage sur les études sur le potentiel d’utilisation des poissons.

Si plusieurs paramètres des poissons de la zone de référence et de la zone exposée montrent de grandes différences statistiques, on peut affirmer avec un certain degré de confiance que les échantillons proviennent de différentes populations. S’il n’y a pas de différences entre les zones, il se peut que les poissons se déplacent ou qu’il n’y ait pas d’effet. Des isotopes stables de carbone et d’azote peuvent servir à documenter les différences dans le temps de résidence des poissons, pourvu que les stresseurs en question modifient ces isotopes localement (Farwell, 1999; Galloway et al., 2004) ou qu’il existe des différences géochimiques locales qui, parce qu’elles modifient la signature des isotopes stables, peuvent servir à démontrer que les poissons résident localement (Gray et al., 2004). Toutefois, les isotopes stables ne sont pas toujours suffisamment différents d’un site à l’autre pour être utiles, et la possibilité de les utiliser doit être évaluée selon le site (Dubé et al., 2006).

En choisissant une période d’échantillonnage appropriée et une espèce de poisson plus susceptible d’être exposée à l’effluent du fait de ses habitudes de vie, l’exposition potentielle peut être maximisée. Par exemple, si l’on choisit des espèces qui sortent ou qui séjournent temporairement dans la zone exposée pendant la période de la fraie, une étude menée pendant cette période serait inefficace. Dès lors, pour les espèces qui fraient en eau douce au printemps, une étude en automne serait appropriée, et l’inverse vaudrait dans le cas des espèces qui fraient en automne. Cela ne s’appliquerait pas aux poissons dont les œufs se développent rapidement; ainsi, certains cyprinidés qui fraient à la fin du printemps devraient faire l’objet d’un échantillonnage au début du printemps plutôt qu’en automne, où il se peut que les œufs ne soient pas encore entièrement développés. Par conséquent, il est utile d’avoir des informations sur les caractéristiques des cycles biologiques des espèces choisies lorsqu’on conçoit l’échantillonnage pour l’étude des poissons.

Il faut choisir le moment des échantillonnages et les espèces de poissons en fonction du fonctionnement normal de la mine, afin que l’effluent soit présent dans le milieu. Il faut éviter de faire des échantillonnages lorsqu’un rejet d’effluent n’a pas eu lieu pendant de longues périodes (plusieurs mois). L’engin de pêche choisi, les conditions d’écoulement et les conditions régulant le rejet d’effluent peuvent toutefois limiter la saison favorable à la réalisation de l’étude.

Si aucun poisson n’est capturé (ou si seulement quelques-uns sont capturés) et qu’aucun poisson résidant n’est trouvé dans la zone exposée, cela pourrait vouloir dire que les poissons évitent cette zone. La pertinence des espèces de poissons choisies devrait être évaluée à la fin de chaque phase de suivi, en tenant compte de la nature des résultats et des préoccupations propres au site au sujet de la résidence et de l’exposition.

Il se présente des situations où les poissons peuvent entrer et sortir librement de la zone exposée, de sorte qu’aucune espèce ne passe beaucoup de temps exposée à l’effluent. Dans ces cas, l’échantillonnage devrait être conçu de sorte à maximiser la durée de l’exposition des poissons à l’effluent et, dans la mesure du possible, être effectué durant la période de développement optimale des gonades.

Deux questions importantes s’imposent au sujet de la résidence : les poissons de la zone de référence se mêlent-ils aux poissons de la zone exposée? Et les poissons capturés dans la zone exposée sont-ils vraiment exposés? Si les poissons prélevés dans la zone exposée montrent les effets d’une exposition et diffèrent des poissons de la zone de référence, il ne devrait pas y avoir matière à controverse. D’autres études de suivi peuvent permettre de vérifier si les différences relevées sont présentes chez d’autres espèces.

Si, dans la zone exposée, les poissons montrent les effets d’une exposition sans montrer de différences avec les poissons de la zone de référence, il n’entre pas dans la portée de l’ESEE de déterminer pourquoi aucun effet n’est détecté dans la zone exposée. Si les phases de suivi ultérieures confirment l’absence d’effets observés et que le plan d’étude est adéquat, on conclura que, selon le plan utilisé, les conditions de la zone font en sorte que les poissons qui sont exposés à l’effluent ne sont pas affectés par celui-ci.

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3.7 Analyse de puissance

Le but d’établir une ampleur d’effet et un niveau de puissance est de déterminer si le programme d’échantillonnage recueille suffisamment d’informations pour permettre la prise de décisions. La puissance statistique d’une comparaison est fonction de la taille de l’échantillon, de la variabilité et de la différence cible établie entre les zones. Pour déterminer la taille d’échantillon permettant de détecter une différence précise, il faut posséder une certaine connaissance du niveau acceptable de puissance statistique nécessaire au processus décisionnel, ainsi que de la variabilité de la population.

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3.7.1 Niveaux de puissance et de signification

Les premiers cycles du Programme d’ESEE des fabriques de pâtes et papiers ont réglé la puissance (1 – bêta [β]) à 0,80 et l'alpha (α) à 0,05. Le Programme d’ESEE encourage maintenant l'égalité de α et de β. Si les valeurs sont fixées à α = β = 0,10, les tailles des échantillons requis pour déceler le même effet sont environ les mêmes qu’aux phases précédentes. Autant que possible, pourvu que les tailles des échantillons provenant de l’analyse de puissance ne soient pas excessivement grandes, les mines sont encouragées à utiliser α = β = 0,05 (valeur traditionnelle pour alpha). Dans de nombreux programmes statistiques, la valeur de β par défaut se chiffre à 0,20; elle doit être ajustée en conséquence. À nouveau, ces recommandations visent à assurer que les études sont conçues de sorte à avoir une probabilité raisonnablement élevée de détecter au plan statistique une ampleur préétablie de l’effet étudié, s’il s’est produit (c.-à-d. que la puissance du test [1 – ß] devrait être élevée). Veuillez consulter le chapitre 8 pour connaître la justification de l’égalité de α et de β.

Il est important de comprendre que la variabilité et la puissance diffèrent selon le paramètre étudié. Chez les poissons, le degré de variabilité fluctue d’une caractéristique à l’autre. Sur une échelle relative, la variabilité des paramètres liés à la reproduction est généralement équivalente ou supérieure à celle d’autres paramètres comme la longueur, le poids corporel et le poids du foie (Environnement Canada, 1997). Si l’ampleur des effets est également exprimée sur une échelle relative (c.-à-d. écarts exprimés sous forme de pourcentage), une étude capable de détecter un écart de plus ou moins 25 % dans la taille relative des gonades permet de détecter des différences similaires ou plus faibles concernant d’autres paramètres importants.

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3.7.2 Ampleur de l’effet

On recommande de concevoir le Programme d’ESEE de façon à détecter une différence de 20 à 30 % dans la taille des gonades, avec un niveau de puissance recommandé de 0,90 (1 – ß). Pour les autres paramètres, l’importance de la différence pouvant être détectée serait fixée en fonction de la taille de l’échantillon permettant de déceler un effet sur la taille des gonades. Pendant l’élaboration du plan de l’étude, il est recommandé de vérifier la puissance permettant de détecter des différences relativement à d’autres paramètres afin d’assurer l’obtention d’une puissance raisonnable pour le plus grand nombre possible de variables. L’approche retenue pour établir l’ampleur (ou taille) de l’effet cible pour le poids relatif des gonades devrait être appliquée à d’autres variables. Il convient d’effectuer des analyses de sensibilité utilisant des modèles de population pour explorer les conséquences de l’ampleur de l’effet choisie tant pour une variable choisie que pour l’ensemble des variables (Environnement Canada, 1997).

Un examen approfondi de la documentation a révélé que les seuils critiques d’effets (SCE) définis dans d’autres programmes correspondent souvent à un SCE d’environ 25 % ou à 2 ET pour de nombreuses variables biologiques ou écologiques. Cette valeur semble raisonnable à des fins d’utilisation pour une vaste gamme de programmes de suivi et un vaste éventail de variables (Munkittrick et al., 2009). Barnthouse et al. (1989) soutiennent qu’un changement de 10 % dans les paramètres serait significatif sur le plan sociétal et écologique, mais les essais de toxicité en laboratoire les préoccupaient davantage que les études sur le terrain. Ces chercheurs ont délibérément proposé un SCE prudent (bas) à cause des préoccupations soulevées par l’extrapolation des résultats de laboratoire aux conditions de terrain.

Lorsque les analyses préliminaires montrent que la puissance sera insuffisante avec des tailles d’échantillons raisonnables, il est recommandé de revoir la conception des évaluations. Les études sont conçues en fonction des caractéristiques individuelles de chaque site minier, et il convient de s’attarder en priorité à réduire la variabilité plutôt qu’à augmenter la taille des échantillons. Comme le degré de variabilité diffère d’une campagne d’échantillonnage à l’autre, l’ampleur de l’effet cible ne devrait pas correspondre à une valeur fixe, mais plutôt à une gamme de changements que l’on souhaite détecter, tel un écart de 20 à 30 %. Les tailles d’échantillons peuvent être calculées à l’aide des méthodes proposées par Green (1989). Des programmes de détermination de la taille des échantillons peuvent aussi être téléchargés de l’Internet, comme le programme connu qui est offert (en anglais seulement) à l’adresse : http://biostat.mc.vanderbilt.edu/wiki/Main/PowerSampleSize.

Les calculs de puissance a priori et les calculs de SCE sont décrits à la section 8.6.2.1 du chapitre 8.

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3.8 Méthodes d’échantillonnage des poissons

Le choix de la méthode d’échantillonnage devrait être fonction du site, tandis que le choix des engins et l’effort de pêche devraient être axés sur les méthodes qui se révèlent efficaces. Les mêmes méthodes d’échantillonnage peuvent être utilisées pour les études de populations et de communautés. La différence réside dans la sélectivité des engins de pêche utilisés. Pour une étude de la communauté, l’engin devrait être aussi peu sélectif et destructeur que possible. Pour une étude de la population centrée sur une ou deux espèces, l’engin devrait être plus sélectif. Par exemple, on pourra privilégier un filet-trappe pour l’étude de la communauté, alors qu’on choisira un filet maillant avec un seul type de maille de dimension appropriée pour l’étude de la population.

L’uniformité de l’échantillonnage doit constituer une priorité. Par conséquent, si les espèces sentinelles sont les mêmes qu’à une phase précédente et que les techniques de pêche déjà employées ont permis de capturer le nombre souhaité de représentants de chacune de ces espèces, il conviendrait de conserver ces techniques, à moins qu’il existe de bonnes raisons de faire autrement, notamment une quantité excessive de prises accessoires. Les techniques d’échantillonnage et l’effort relatif devraient être les mêmes à tous les sites d’échantillonnage. Le regroupement des données provenant de diverses techniques d’échantillonnage des poissons doit être évité, et toutes les méthodes utilisées doivent être signalées. Si plus d’un type d’engin est utilisé, le nombre de poissons capturés selon chaque méthode doit être signalé, et tout regroupement de données, clairement décrit.

Il existe quelques bons manuels dans lesquels sont décrites des méthodes de prélèvement de poissons (Schneider, 2000; Portt et al., 2006). Portt et al. (2006) décrivent la méthode d’utilisation et l’efficacité 1) des filets maillants; 2) des sennes de plage; 3) des verveux, des verveux avec filet-barrage et des trappes; 4) de la pêche à l’électricité; 5) de l’observation sous-marine; 6) des nasses à vairon de type Gee; et 7) de pièges clos (calés, dépliants ou lancés). Toutefois, il faudra habituellement développer des méthodes et les optimiser pour le site à échantillonner.

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3.8.1 Prises accessoires

Des échantillons peuvent être obtenus à partir des prises accessoires des pêches commerciales, scientifiques ou autres, en milieu marin ou en eau douce. En plus de veiller au respect des méthodes et conditions d’échantillonnage (AQ/CQ) et de fournir les documents à l’appui, l’investigateur devrait également s’assurer que les poissons ont bien été exposés. Il est également recommandé d’utiliser les mêmes méthodes de capture dans toutes les zones.

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3.8.2 Télédétection

La quantité de poissons présents près des exutoires peut être déterminée à l’aide de caméras ou d’appareils photo montés sur des véhicules actionnés à distance. Cette façon de faire peut être particulièrement efficace dans les zones rocheuses et accidentées où il peut être difficile d’utiliser des engins de pêche. De plus, ces appareils peuvent permettre de reconnaître le fond avant le mouillage de chaluts ou de pièges à poisson. Toute méthode proposée doit être clairement exposée dans le plan d’étude aux fins d’examen.

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3.8.3 Autres méthodes

Il peut y avoir des situations où il ne convient pas d’effectuer l’étude des poissons. Les raisons varient selon les sites, mais les plus courantes sont la présence de conditions dangereuses (p. ex., des courants forts) ou de facteurs de confusion comme d’autres effluents rejetés dans la zone exposée. Il devient alors difficile ou impossible d’isoler les effets attribuables à l’effluent faisant l’objet du suivi. En pareilles circonstances, la mine peut remplacer l’étude des poissons et/ou l’évaluation du potentiel d’utilisation des poissons par une méthode de remplacement. Les autres méthodes de suivi recommandées pour l’étude des poissons sont les études en mésocosme et l’utilisation de bivalves en cage. Des directives détaillées sur l’utilisation des méthodes de remplacement de suivi biologique et l’interprétation des données recueillies se trouvent au chapitre 9.

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3.9 Étude des poissons – Assurance de la qualité et contrôle de la qualité

3.9.1 Pratiques de terrain pour améliorer l’analyse et l’interprétation des données

La qualité des données recueillies sur le terrain agit sur la facilité d’analyse et d’interprétation des données. La préparation à l’avance de fiches de consignation des données sauvera du temps sur le terrain; il est recommandé d’utiliser du papier imperméabilisé à cette fin. Les conditions de terrain, l’habitat, l’engin utilisé et les renseignements nécessaires pour calculer les prises par unité d’effort doivent y être inscrits. L’utilisation de la même balance et du même dispositif de mesure pour effectuer toutes les mesures ainsi que la même personne pour faire les mesures permettra de réduire les erreurs de mesure. Advenant que cette personne transmet les données à une autre qui les consigne, il ne faut pas que le mesureur utilise des virgules décimales lorsqu’il le fait. Il doit énoncer chaque élément numérique de toutes les mesures pour éviter les erreurs de transcription (p. ex., 16,5 cm sera rapporté comme 1-6-5 et la mesure sera exprimée en mm), car il est facile de confondre certains nombres lorsqu’ils sont communiqués par voie orale, par exemple six et seize.

Il est essentiel que le même type d’engin d’échantillonnage soit utilisé à tous les sites d’échantillonnage parce que la plupart des engins sélectionnent des classes d’âges ou de tailles précises. Par conséquent, l’utilisation d’engins d’échantillonnage différents d’un site à l’autre pourrait donner lieu à la détection de fausses différences (p. ex., dans l’âge ou la taille).

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3.9.2 Contrôle de la qualité sur le terrain

Il s'agit de la première étape de la collecte de données. Pour ce faire, les méthodes d’AQ/CQ pour l’étude des poissons devraient être mises en œuvre dès l’application du plan d'étude et être suivies scrupuleusement pour assurer le maintien d'une grande qualité des données. Un plan d’AQ/CQ pour l’échantillonnage sur le terrain peut comporter une multitude de composantes, dont les suivantes :

  • il faut initier et maintenir le contact avec les organismes gouvernementaux et administratifs de l’endroit (p. ex., pour les permis de pêche, les dates et lieux de capture des poissons, les espèces en péril, etc.);
  • tout le personnel prenant part à l’échantillonnage sur le terrain devrait avoir l’instruction et/ou la formation voulues et avoir pris connaissance des modes opératoires normalisés (MON) écrits relatifs à l’étude;
  • toutes les mesures de sécurité doivent être établies, comprises et acceptées;
  • les méthodes et le matériel de capture des poissons doivent être adaptés au plan d'eau et à l’espèce de poisson visée;
  • description de l’habitat, y compris les éventuels facteurs modificateurs (profondeur de l’eau et débit, concentration d’oxygène dissous, température, classification du substrat, salinité, conductivité, etc., et signes de pollution tels que décoloration, odeur et résidus);
  • date et heure de la capture;
  • les méthodes de capture devraient être uniformes tout au long de l’étude;
  • emplacement des sites d’échantillonnage et des zones de capture des poissons (coordonnées géographiques) et photographie des lieux de capture;
  • nombre d’espèces de poissons et d’autres animaux capturées par lieu de capture;
  • estimation du nombre de prises par unité d’effort;
  • les échantillons provenant des poissons (p. ex., ovaires, éléments indicateurs de l’âge, contenu de l’estomac) doivent être placés dans des récipients appropriés;
  • il faut utiliser les agents de préservation ou de fixation appropriés (p. ex., ovaires à congeler ou à placer dans du formol);
  • tous les échantillons doivent porter les étiquettes appropriées;
  • toutes les mesures devraient être effectuées à l’aide du matériel pertinent avec une justesse et une précision acceptables (il faudrait donner des détails à ce sujet);
  • les appareils devraient être étalonnés et maintenus en bon état de fonctionnement (les données enregistrées et les méthodes devraient être indiquées);
  • les notes détaillées prises sur le terrain devraient être consignées dans un carnet;
  • des formulaires de chaîne de possession et des procédures d’expédition et d’entreposage appropriées devraient être utilisés.

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3.9.3 Détermination de l’effort d’échantillonnage

Pour aider à évaluer l’effort d’échantillonnage requis à des endroits particuliers, le plan d’étude soumis à Environnement Canada devrait fournir tous les détails sur l’exécution de l’échantillonnage.

Voici une série de conseils et de critères fondés sur le rendement afin de déterminer « un niveau raisonnable d'effort de pêche ». Chaque emplacement est unique. Le succès de la pêche dans un secteur n’est pas assuré seulement parce qu’un certain effort d’échantillonnage a été couronné de succès à d’autres endroits par le passé, ou encore au même endroit à d’autres moments.

  1. Le plan d’étude devrait documenter tous les détails sur les méthodes d'échantillonnage de poissons adultes, afin d'aider à l’évaluation de l’effort de pêche. Les détails à fournir dans le plan d’étude (au besoin) sont les suivants :
    • pourquoi et comment les espèces sentinelles ont été choisies;
    • qui a été consulté quant à l’emplacement et aux techniques retenus pour capturer les espèces sentinelles proposées;
    • plan de contingence relativement aux engins de pêche et espèces sentinelles de remplacement;
    • dates où le travail sera effectué, afin que les personnes-ressources de l’ESEE puissent être disponibles à des fins de consultation;
    • type, emplacement et dimensions des engins (p. ex., filets maillants, filets-trappes, trappes, palangres; dans certains cas, il peut être utile d'utiliser plus d'un type d'engin);
    • type de maille (p. ex., nylon, fil ou fibre de coton, noué ou sans nœud) et grandeur de la maille;
    • nombre d’engins et effort de pêche proposés;
    • heure de l’échantillonnage (c.-à-d. l’heure du jour);
    • durée de l’échantillonnage (c.-à-d. l’intervalle de temps entre le placement de l’engin et sa récupération);
    • fréquence des vérifications.

    Tous les résultats ou observations d'une étude préliminaire de poissons réalisée durant les activités de préconception devraient être fournis si ces données ont servi à la sélection des espèces sentinelles ou des méthodes de travail. La personne-ressource de l’ESEE dans la région examinera ces données et pourra demander des renseignements supplémentaires, afin de clarifier les procédures d'échantillonnage.

  2. Il faut employer des procédures opérationnelles appropriées. Ces procédures comprennent l’utilisation d’engins conformes aux indications du plan d’étude. Les engins doivent être vérifiés à des intervalles réguliers afin d’assurer la récupération d’espèces sentinelles en bon état et la libération des espèces non ciblées (surtout les espèces protégées ou menacées de disparition). Il y a donc lieu de considérer la possibilité d’utiliser des techniques sélectives ou des techniques non destructives. Un registre de l’identité et du nombre estimatif de prises de poissons non ciblés pourrait constituer un élément additionnel utile à ajouter aux plans de contingence. La mine et le consultant doivent bien comprendre l’habitat, les caractéristiques des espèces et l’engin que l’on envisage d'utiliser.
  3. Il faut consulter les experts locaux (p. ex., le personnel des services fédéraux et provinciaux des pêches, les groupes autochtones, les particuliers et les organismes qui s’occupent de la pêche commerciale et récréative dans la localité, le public, et d’autres personnes qui connaissent les ressources halieutiques locales), afin de voir à ce que la sélection des espèces sentinelles, l’emplacement des filets, la période de capture, etc. soient optimaux.
  4. Le personnel chargé de la capture du poisson et des méthodes d’échantillonnage doit avoir une expérience reconnue dans ce domaine.
  5. Il faut obtenir les permis de pêche auprès des organismes responsables des pêches de la localité.
  6. Il faut conserver des registres dans lesquels seront consignées les procédures opérationnelles utilisées (p. ex., la grandeur des mailles des filets, la durée des échantillonnages, les emplacements, la fréquence des vérifications, etc.). Ces registres pourraient être nécessaires pour évaluer convenablement la manière dont l’étude a été menée.

Bien que ce ne soit pas obligatoire, il est recommandé de fournir une estimation des prises par unité d’effort (PUE) pour chaque zone d’échantillonnage (c.-à-d. le nombre de poissons capturés par période, zone, filet, etc.). Cette estimation renseigne sur l’effort de pêche déployé dans les cas où il peut être difficile de prélever le nombre minimal de poissons requis.

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3.9.3.1 Exemples de calculs de l’effort d’échantillonnage

Voici quelques exemples de méthodes de pêche qui ont permis de prendre des échantillons de poissons en fonction du temps. Ces exemples sont fournis afin d’aider les consultants durant l’élaboration et la mise en œuvre de leur plan d'étude et d’indiquer les cas où il y a lieu de consulter le coordonnateur régional de l’ESEE qui a été désigné par Environnement Canada.

  1. Des données tirées d’une étude effectuée dans deux lacs de l’Ontario indiquent que 40 spécimens appartenant à six espèces d’eaux chaudes ont été prélevés en un à six déploiements d’une durée de 24 heures. L’engin utilisé était un filet-trappe de 6 × 6 pieds. Les détails de la méthode sont exposés dans le bulletin du Groupe d’évaluation des pêches du ministère des Richesses naturelles de l’Ontario (MRNO, 1994a).
  2. Pendant l’évaluation de l’abondance des communautés de poissons d’eaux froides de l’Ontario, l’effort de pêche recommandé pour capturer 40 Touladis dans sept lacs a varié entre 12 et 120 heures. Le dispositif utilisé était un jeu de filets maillants de 46 m, composé de trois panneaux de 15,2 m. De plus amples renseignements sur la méthode utilisée sont présentés dans le bulletin du Groupe d’évaluation des pêches du ministère des Richesses naturelles de l’Ontario (MRNO, 1994b). Le maillage devrait être uniforme et choisi en fonction de l’espèce cible.
  3. L’expérience a montré qu’avec des filets maillants à quatre panneaux de 50 m mouillés 24 h sur 24 pendant cinq jours (ce qui équivaut à un effort de 24 000 mètres-heures) dans des systèmes d’eau douce, il est possible de prélever 20 poissons de chaque sexe. Il faut pour cela que les panneaux de filet soient correctement déployés et qu’ils soient déplacés de manière à couvrir les zones fréquentées par les poissons. Le maillage devrait être uniforme et choisi en fonction de l’espèce cible.
  4. Une autre stratégie consiste à déployer au départ une quantité minimale de filets pour réduire les prises accessoires (< 400 m). Si la pêche s’avère suffisamment sélective, et si la quantité de prises accessoires est acceptable, il peut être nécessaire d’utiliser 2 km de filets à maillage unique dans les petits cours d’eau peu productifs.
  5. En milieu marin, l’expérience a montré que 48 heures de pêche au chalut à perche, à la palangre avec des tailles diverses d’hameçons ou à l’aide d’autres méthodes comme les trappes (seules ou combinées) permettent normalement d’obtenir les 20 poissons de chaque sexe requis.
  6. Une consultation d’adeptes de la pêche électrique (matériel embarqué, grands cours d’eau) a révélé que l’on peut prendre tous les poissons voulus en une seule journée. Pour accroître le succès de l’opération, il est recommandé de pêcher au crépuscule ou la nuit, parcourir le même secteur au moins trois fois et utiliser des impulsions intermittentes (un champ électrique continu pouvant éloigner les poissons). Dans les cours d’eau et les lacs de petite taille, les difficultés posées par le déplacement dans ces milieux ont souvent pour effet de prolonger l’échantillonnage.
  7. En 1999, un consultant a prélevé des poissons pour une fabrique de pâtes et papiers de la côte Est, située près d’un estuaire sous l’influence des marées. L’espèce ciblée était le Choquemort (Fundulus heteroclitus), et le consultant utilisait une senne de rivage à mailles de 0,5 cm qui mesurait 15 m sur 1,5 m. Un premier technicien vêtu de pantalons-bottes prenait un côté de la senne, entrait dans l’eau et s’éloignait d’environ 10 mètres, tandis que le second technicien tenait l’autre côté du filet le long du rivage. Les techniciens tiraient ensuite la senne perpendiculairement à la côte, sur une distance de 20 à 30 m, puis le premier ramenait le côté extérieur vers la plage de façon à former une poche avec le filet. Une fois que les deux côtés reposaient solidement sur le rivage, les techniciens ramenaient avec soin le haut et le bas du filet pour y capturer les poissons emprisonnés. Le consultant a constaté que la pêche était particulièrement fructueuse à l’étale de la marée haute. En tout, 108 Choquemorts ont été capturés et conservés durant les quatre jours qu’a duré l’échantillonnage. Le temps de pêche s’est élevé à 12,5 heures. Comme il fallait obtenir un nombre semblable de mâles et de femelles, de nombreux Choquemorts ont été capturés et relâchés, tout comme des poissons de 11 autres espèces (Final Report – Repap New Brunswick Inc. Kraft Mill, Second Cycle Aquatic EEM Study – Jacques Whitford Environment Limited – avril 2002).

Bien que les techniques et engins décrits ci-dessus puissent s’appliquer à diverses espèces, ces exemples ne couvrent pas toutes les possibilités, étant donné le caractère unique de chaque site. Par conséquent, ces exemples sont proposés à titre de suggestions seulement. Les experts locaux peuvent donner des conseils supplémentaires. Les exemples susmentionnés indiquent la marche à suivre pour capturer un minimum de 20 poissons par sexe, par espèce et par zone.

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3.9.4 Consultation avec les coordonnateurs régionaux de l’ESEE et exécution sur le terrain

Si tous les critères précédents sont respectés et que l’expert-conseil ou la mine ont des difficultés à respecter les exigences minimales quant aux données de l’étude des poissons adultes, le propriétaire ou l’exploitant peut s’écarter du plan d’étude, mais il doit en informer l’agent d’autorisation sans tarder et lui décrire la manière dont l’étude a été ou sera réalisée. Tous les efforts raisonnables doivent être faits pour prélever les tailles d’échantillons cibles de deux espèces de poissons, et la mine doit faire preuve de diligence.

Voici un aperçu des résultats et des options possibles après consultation avec le coordonnateur de l’ESEE :

1. Continuer – Les conseils sur les situations suivantes dépendront des conditions particulières au site. Fixer des dates de consultation ultérieures, au besoin.

  1. Absence d'espèces sentinelles dans la zone de référence :
    • continuer avec les engins et les techniques actuels;
    • continuer dans une autre zone de référence selon les indications du plan de contingence;
    • continuer dans la zone de référence actuelle en utilisant d’autres engins ou techniques et d’autres espèces sentinelles selon les indications du plan de contingence.
  2. Absence d'espèces sentinelles dans la zone exposée :
    • continuer en utilisant les techniques et les engins de pêche actuels;
    • continuer dans une autre zone exposée selon les indications du plan de contingence;
    • continuer dans la zone exposée actuelle en utilisant des engins de pêche, des techniques ou des espèces sentinelles différents, selon les indications du plan de contingence.
  3. Absence d’espèces sentinelles dans la zone de référence et la zone exposée :
    • continuer dans d’autres zones, avec d’autres espèces sentinelles, engins de pêche et/ou d’autres techniques, selon les indications du plan de contingence.

2. Reporter (ne pas continuer) – Existence de conditions dangereuses : conditions d'échantillonnage qui ne permettent pas la récolte de poissons (p. ex., température, froid); engins de pêche de remplacement non disponibles; absence d’autres solutions de remplacement exploitables (p. ex., s’il n’existe pas d’autres espèces possibles, il est nécessaire de procéder à des études plus approfondies) :

  • concevoir un nouveau plan d’échantillonnage en consultant la personne-ressource de l’ESEE dans la région;
  • recommencer à une date ultérieure en utilisant les zones, les engins, les espèces sentinelles et les techniques actuelles ou de remplacement, mais sous des conditions plus favorables;
  • établir la date des consultations futures.

3. Discontinuer – Si l’on n’a pas capturé le nombre voulu de poissons, l’absence (ou la pénurie) de poissons sera considérée comme un résultat, lequel sera expliqué dans les conclusions de l’étude en tenant compte de tous les facteurs déterminants possibles. Si le nombre minimal de poissons n’est pas prélevé, cela pourrait entraîner une hausse de la variance estimée. La décision de poursuivre ou de ne pas poursuivre dépendra, d’abord et avant tout, des considérations de sécurité. Dans tous les cas, se rapporter au plan de contingence, au besoin, et établir des dates où se tiendront des discussions ultérieures. Les techniciens sur le site d’étude devraient parler directement à la personne-ressource de l’ESEE dans la région. Les espèces sentinelles sont représentées tant dans la zone de référence que dans la zone exposée proche. La mise en commun de données recueillies durant des saisons différentes n’est pas valable.

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3.9.5 Entrée des données

L’entrée des données et la préparation de l’analyse sont abordées au chapitre 8, et le compte rendu des résultats, au chapitre 10.

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3.9.6 Contrôle de la qualité en laboratoire

Bien qu’une bonne partie de l’information soit recueillie sur le terrain, les paramètres comme le poids des œufs, la fécondité et l’âge des spécimens sont généralement déterminés plus tard au laboratoire. Pour chaque mesure, l’objectif premier du programme d’AQ/CQ en laboratoire est d’assurer l’uniformité (précision) et l’exactitude des données. Les exigences suivantes devraient faire partie intégrante des processus de mesure :

  • tout le personnel participant au traitement et à l’analyse des échantillons devrait posséder l’éducation et/ou la formation nécessaires;
  • la prise de mesures devrait être réalisée selon des protocoles et méthodes reconnus (bien documentés), et tous les appareils devraient être étalonnés et entretenus adéquatement (registres, méthodes disponibles);
  • consigner les mesures prises sur chaque poisson (espèces cibles);
  • consigner la présence de lésions, de tumeurs et de parasites externes, etc.;
  • consigner les données sur la fécondité ainsi que les méthodes utilisées pour la détermination de la fécondité et la précision du sous-échantillonnage (le cas échéant);
  • consigner les données sur l’âge ainsi que les méthodes utilisées pour la détermination de l’âge et le nom des personnes ayant confirmé l’exactitude des données;
  • tenir des registres décrivant les échantillons prélevés, les mesures effectuées et le personnel responsable; si possible, la mesure de certaines variables devrait être confiée à un nombre minimal de personnes, afin de conserver l’uniformité et de prévenir les erreurs de mesure (particulièrement dans le cas de la détermination de l’âge);
  • si un sous-échantillonnage s’impose (p. ex., fécondité, poids des œufs), le degré d’efficacité et d’exactitude de la méthode utilisée devrait être consigné; cette information devrait également pouvoir servir au calcul de facteurs de correction ou de mise à l’échelle (si nécessaire) permettant de minimiser les écarts éventuels associés aux méthodes et au degré d’efficacité;
  • toutes les données devraient être vérifiées; par exemple, certaines mesures comme la fécondité et le poids des œufs devraient être répétées pour en garantir la précision et l’exactitude; un expert reconnu devrait vérifier les estimations de l’âge;
  • consigner les ouvrages de référence et les clés utilisés pour l’identification des poissons;
  • conserver les échantillons et les spécimens de référence;
  • consigner des notes détaillées sur le traitement des échantillons et le travail de laboratoire dans un carnet.

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3.10 Analyse des données

Les problèmes d’AQ/CQ soulevés par l’analyse des données sont la vérification et la validation des données, la répétabilité et la robustesse des analyses statistiques ainsi que la rigueur et la pertinence des analyses. Dans la plupart des cas, le succès de la validation et de la vérification des données dépend de l’efficacité des méthodes d’AQ/CQ appliquées durant l’échantillonnage sur le terrain, le traitement des échantillons et les analyses en laboratoire (voir ci-dessus). Toutefois, la vérification des données et les analyses devraient comporter les points suivants :

  • appliquer des méthodes de vérification en vue de repérer d’éventuelles erreurs de transcription, les données aberrantes et d’autres points potentiellement suspects;
  • conserver sous forme de tableau des sommaires des descripteurs statistiques généraux (taille de l’échantillon, moyenne, valeur minimale, valeur maximale, erreur-type et l’écart-type) des paramètres mesurés sur les poissons (voir le tableau 3-6 pour un exemple);
  • fournir les résultats de l’évaluation des hypothèses de normalité des données et d’homogénéité de la variance;
  • conserver un registre des modes de transformation employés;
  • fournir les estimations paramétriques de la variabilité (erreur quadratique moyenne [EQM] de l’analyse de la variance [ANOVA], EQM de l’analyse de la covariance [ANCOVA], écart-type pour l’âge à la maturité);
  • fournir les calculs des exigences relatives à la taille de l’échantillon pour chaque paramètre;
  • fournir un résumé sur le degré de conformité aux objectifs de qualité des données et aux modes opératoires normalisés et sur les éventuels problèmes observés durant l’étape d’AQ/CQ en laboratoire et sur le terrain;
  • pour assurer la reproduction des analyses et des résultats, joindre en annexe toutes les données brutes et archiver les fichiers informatisés pendant une période approuvée après la publication des résultats des analyses dans un rapport;
  • décrire de façon claire et détaillée les méthodes utilisées pour les analyses;
  • vérifier que les logiciels de calcul employés donnent les mêmes produits et résultats que d’autres logiciels;
  • évaluer la robustesse des analyses (c.-à-d. les résultats et les conclusions devraient être similaires);
  • prendre note de la présence ou de l’absence de données aberrantes, et du recours à des transformations, etc., afin de s’assurer que les résultats ne sont pas fonction d’une manipulation ou d’une hypothèse formulée avant ou pendant les analyses;
  • tenir des notes détaillées sur les analyses des données de l’étude.

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3.10.1 Analyse statistique

L’indépendance, la normalité et l’homogénéité des variances constituent les postulats de nombreux tests statistiques paramétriques. Ceux-ci et des renseignements supplémentaires sur l’évaluation et l’interprétation des données sont discutés au chapitre 8.

Tableau 3-6 : Format suggéré de présentation des paramètres (A) et des régressions (B) requis pour l’analyse de l’étude des poissons (longue description)

A. Résumé des paramètres
EspèceSexeParamètreSite de référenceSite exposéDiff. en %Sign. stat.
   Réf.
(n)
Site de référence
Moyenne et ET
Exp.
(n)
Site exposé Moyenne et ET  
         
         


B. Analyses de régression
EspèceSexeRégressionRéf.
(n)
Site de réf.
Moy. ajust.
Exp.
(n)
Site exp. Moy. ajust.Diff. en %Sign. stat.Inter. sign.
          
          

Remarque – Il faut indiquer la différence en pourcentage entre le site exposé et le site de référence. La signification statistique doit être indiquée sous la forme d’une valeur p.
Légende Diff. : différence. Sign. stat. : signification statistique (valeur de p). Réf. : référence. Exp. : exposé. Moy. ajust. : moyenne ajustée. Inter. sign. : interaction significative.


3.11 Méthodes d’analyse du potentiel d’utilisation des poissons

La question à savoir si l’effluent a produit un changement dans le potentiel d’utilisation des poissons a pour but de déterminer si l’effluent a altéré les poissons au point de limiter leur utilisation par les humains. Le potentiel d’utilisation des poissons peut être influencé par une modification de l’apparence, une altération du goût ou de l’odeur, ou la présence de concentrations de contaminants dans les tissus qui dépassent les seuils fixés pour la consommation humaine et qui sont statistiquement différentes des concentrations mesurées dans la zone de référence. La présente section porte sur le potentiel d’utilisation des poissons par rapport aux concentrations de mercure.

Le mercure est le seul métal faisant l’objet d’une norme fixée par Santé Canada concernant la concentration permise dans les tissus des poissons vendus au détail aux fins de consommation par l’être humain. Le mercure est donc un polluant qui constitue une source de préoccupation d’ordre national. Santé Canada a récemment achevé une étude sur le mercure dans laquelle le Ministère réaffirme la norme (limite maximale) fixée à 0,5 µg/g, à l’exception du thon frais ou congelé, du requin, de l’espadon, de l’escolier, du marlin et de l’hoplostète orange. Les gouvernements provinciaux et territoriaux ont la responsabilité d’émettre des avis concernant la consommation du poisson issu de la pêche sportive, à l’exception de la pêche sportive pratiquée dans les parcs fédéraux. Les limites de consommation de poissons provenant de la pêche sportive commencent à des concentrations de mercure total supérieures à 0,45 mg/g.

Les études de suivi biologique se composent d’une étude sur les tissus de poissons si une concentration de mercure total égale ou supérieure à 0,10 µg/L a été relevée lors de la caractérisation de l’effluent menée aux termes de l’alinéa 4(1)d) (annexe 5, alinéa 9c) du REMM).

Un « effet sur les tissus de poissons » s’entend lorsque des mesures de la concentration du mercure total dans les tissus de poissons, prises dans la zone exposée, supérieures à 0,5 µg/g (poids humide), présentant une différence statistique et ayant une concentration plus élevée par rapport à celles mesurées dans les tissus de poissons prises dans la zone de référence (annexe 5, article 1 du REMM). Il est possible que, à certains sites miniers, les tissus des poissons prélevés dans les zones de référence montrent des concentrations de mercure total supérieures à la consigne (p. ex., dans le nord du Québec – Schetagne et al., 1996; Schetagne et Verdon, 1999). Par conséquent, pour être considéré un effet dans les tissus des poissons, un test statistique unilatéral doit être effectué, et il doit révéler une différence statistique entre les zones et un dépassement de la consigne.

Comme il est mentionné au chapitre 5, la limite de la méthode de détection pour le mercure dans les effluents a été modifiée et fixée à 0,01 µg/L (0,00001 mg/L) de manière à ce que la concentration de 0,1 µg/L stipulée à l’alinéa 9c) de l’annexe 5 du REMM puisse être détectée avec confiance. Voici des méthodes d’analyse qui permettent d’atteindre ce niveau de détection : spectrométrie d’absorption atomique (vapeur froide), spectrométrie de fluorescence atomique (vapeur froide) et spectrométrie de masse avec plasma à couplage inductif.

Le Guide de consommation du poisson gibier de l’Ontario mentionne que d’autres métaux, soit le plomb (Pb), le cuivre (Cu), le nickel (Ni), le zinc (Zn), le cadmium (Cd), le magnésium (Mg), le chrome (Cr), l’arsenic (As) et le sélénium (Se), peuvent être présents dans les tissus des poissons, sans avoir des concentrations justifiant une limite de la consommation. Selon les endroits, les métaux peuvent constituer une source de préoccupation si d’autres directives pour la consommation humaine applicables à la région où se déroule l’étude ont été émises par un autre organisme de réglementation (p. ex., provincial ou territorial) et si le métal visé par une directive de consommation est présent dans l’effluent. Les pêches destinées à la consommation locale et les pêches commerciales devraient être prises en compte lorsqu’on détermine quels tissus comestibles (foie, reins, os, chair ou même poisson entier) devraient être analysés. Il est recommandé d’analyser les autres métaux dans les tissus de poissons lorsque des problèmes sur un site en particulier sont signalés. Le Guide de consommation du poisson gibier de l’Ontario se trouve à l’adresse suivante : http://www.ene.gov.on.ca/fr/water/fishguide/index.php.

Les mollusques peuvent accumuler les métaux (Cd, Cu, Zn, Pb, Ni, mercure [Hg], As, argent [Ag] et Cr). Des études sur le terrain donnent à croire que la relation entre les concentrations de métaux dans les tissus des mollusques et les concentrations de métaux dans le milieu ambiant est modulée par un certain nombre de paramètres biologiques, physiques et chimiques qui, de ce fait, devraient être pris en compte. En dernière analyse, la relation dépend du type de métal considéré et de sa disponibilité à l’état dissous et particulaire (ETIMA, 1997).

Le protocole d’ESEE pour l’analyse des tissus des poissons est présenté ci-dessous. D’autres protocoles peuvent être utilisés s’ils satisfont aux normes minimales d’ESEE. Par exemple, le protocole d’Hydro-Québec pour le suivi des concentrations de mercure chez les poissons (Tremblay et al., 1998) est largement utilisé au Québec, puisqu’il comporte l’analyse du mercure chez différentes classes d’âge. Ce protocole est affiché sur le site Web des ESEE.

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3.11.1 Sélection des espèces de poissons

Dans le choix de l’emplacement des sites pour procéder à l’échantillonnage des tissus de poissons, il faut prendre en compte les mêmes facteurs considérés pour l’étude des poissons. Les espèces choisies pour l’analyse des tissus devraient être, si elles sont présentes, des espèces qui font l’objet d’une pêche sportive, de subsistance et/ou commerciale, y compris des mollusques et des crustacés, si possible. Les espèces retenues pour l’analyse des tissus ne sont pas nécessairement les mêmes que celles qui ont été utilisées aux fins de l’étude des poissons. Selon les sites étudiés, les tissus prélevés aux fins des analyses devraient être choisis en considération de la portion du poisson qui est consommée par la population locale (muscles, foie, œufs, hépatopancréas [crustacés], os ou toute autre partie pertinente). Pour les mollusques, il faut prélever les parties molles entières du corps, et il peut être nécessaire de combiner des tissus provenant de plus de dix spécimens pour obtenir un échantillon de poids suffisant. Pour le homard ou le crabe, il faudrait prélever du tissu comestible (p. ex., muscles, œufs, hépatopancréas).

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3.11.2 Prélèvement et préparation des échantillons de tissus

Les analyses des tissus devraient être réalisées sur un minimum de 16 échantillons (pour obtenir une puissance de 95 %) d’une seule espèce, soit huit provenant de la zone exposée et huit de la zone de référence. Les huit échantillons pour chacune des zones peuvent être des tissus prélevés sur huit poissons différents, ou chaque échantillon peut être composé de tissus de plusieurs poissons. Toutefois, les tissus prélevés sur un poisson ne doivent être utilisés que dans un seul échantillon. Dans la mesure du possible, les spécimens utilisés pour la constitution de l’échantillon devraient appartenir au même sexe et à la même classe d’âge. Le sexe de chaque poisson de l’échantillon doit être indiqué. Si les poissons n’appartiennent pas à la même classe d’âge, les classes d’âge des poissons doivent être constantes entre les sites d’échantillonnage. Bien que les poissons les plus gros (les plus âgés) de taille semblable soient préférables, les limites de taille établies par l’autorité responsable dans les règlements de pêche, qui s’appliquent dans la région où l’étude est menée, doivent être respectées.

La quantité de tissus prélevés devrait être proportionnelle aux exigences de la méthode d’analyse utilisée. Le tissu de chaque poisson devrait servir à la constitution d’un seul échantillon et ne devrait pas être mélangé à d’autres échantillons. Il importe de manipuler les tissus prélevés aux fins des analyses de façon à éviter leur contamination par des sources comme le carburant du bateau utilisé pour l’échantillonnage. Chaque échantillon doit être clairement étiqueté, scellé dans un contenant exempt de contaminants, congelé et expédié au laboratoire d’analyse. Chaque échantillon doit être homogénéisé séparément puis sous-échantillonné pour le dosage du mercure.

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3.11.3 Analyses complémentaires : pourcentage de lipides et d’eau

Le monométhylmercure (MeHg) représente presque la totalité (au moins 95 %) du mercure total présent dans le tissu musculaire des poissons, quelle que soit la composition du régime alimentaire et les concentrations dans l’eau exposée (Bloom, 1992). En raison de sa forte affinité pour les groupements sulfhydriles des protéines, de la facilité relative avec laquelle il traverse les parois des voies digestives et du fait que sa dépuration s’effectue relativement plus lentement que celle du mercure inorganique, le MeHg s’accumule dans les tissus biologiques (Clarkson, 1994; Saouter et al., 1993).

La teneur en lipides a été utilisée pour normaliser les résidus dans les tissus d’une espèce à l’autre ou au sein d’une même espèce d’une saison à l’autre, et elle constitue une variable clé pour l’élaboration de modèles de bioaccumulation. Pour l’extraction des lipides, les méthodes proposées par Randall et al. (1991) et la méthode d’extraction au chloroforme et au méthanol sont recommandées. L’analyse des lipides ne devrait être effectuée que lorsque le contaminant à l’essai est reconnu comme lipophile.

La teneur relative (%) en lipides et en eau devrait être fournie pour chaque échantillon faisant l’objet d’un dosage des métaux totaux. Il faudrait également signaler les teneurs en lipides pour les réplicats analysés dans le même lot que l’échantillon soumis. La précision de la mesure des teneurs en lipides pour les réplicats devrait être de ± 30 % pour les tissus contenant plus de 2 % de lipides et ± 60 % pour les tissus contenant moins de 2 % de lipides. La méthode utilisée pour le dosage des lipides devrait être indiquée, et la nature des solvants utilisés clairement précisée.

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3.11.4 Directives pour le dosage du mercure dans les tissus des poissons à l’aide de méthodes non létales

Ce dosage se fait habituellement en prélevant un filet sur les poissons. Des méthodes d’échantillonnage non létales permettent aussi d’obtenir des mesures exactes et fiables des concentrations de mercure dans les muscles des poissons pourvu qu’on utilise les bonnes méthodes d’analyse (Tyus et al., 1999; Baker, 2002; Baker et al., 2004; Peterson et al.,2005). Le recours à des méthodes non létales pour le dosage du mercure s’avère particulièrement intéressant dans les sites où l’emploi de méthodes d’échantillonnage destructrices nuirait aux populations de poissons, par exemple, dans les endroits où la densité des poissons est faible. Le but de la présente section est de décrire les méthodes non létales adéquates pour l’échantillonnage et l’analyse des tissus.

À l’heure actuelle, il est recommandé d’analyser les tissus de 16 échantillons (pour obtenir une puissance de 95 %), soit huit échantillons provenant de la zone exposée et huit provenant de la zone de référence, prélevés sur des individus d’une même espèce, de la même classe d’âge et du même sexe, dans le cadre d’une étude d’échantillonnage létal. Cette directive doit également être suivie dans les études non létales, sauf pour ce qui est de la détermination du sexe, qui s’avère impossible pour la plupart des espèces dans le cadre d’un échantillonnage non létal. Plusieurs études n’ont cependant pas réussi à relever de différences dans les concentrations de mercure entre les mâles et les femelles, malgré les différences possibles dans leurs besoins énergétiques (Lange et al., 1994; Henderson et al., 2003; Ward et Neumann, 1999).

Baker et al. (2004) ont démontré que de petites quantités de tissus prélevées à l’aide de deux types différents d’outils de biopsie non létaux (poinçon cutané et aiguille à biopsie Tru-CutMD) permettaient d’obtenir des estimations aussi exactes et précises de la concentration de mercure dans les muscles de poisson que les valeurs de référence établies à l’aide des méthodes classiques avec prélèvement de filets. Ces auteurs ont par ailleurs constaté que l’emploi de ces différents outils ne réduisait pas la survie du Grand Brochet après recapture. De leur côté, Tyus et al. (1999) ont étudié la survie de la Truite arc-en-ciel et du catostome Xyrauchen texanus soumis à un prélèvement de tissus à l’aide de poinçons (prélèvement de tissus cutanés et hépatiques, et de tissus de nageoire) sans relever de différences significatives dans la croissance ou la survie d’aucun des poissons touchés.

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3.11.4.1 Méthodologie recommandée

La fiabilité de la technique non létale peut dépendre de l’outil de biopsie, de la méthode d’analyse et du poids de l’échantillon de tissu (Baker et al., 2004). La méthode recommandée ici pour le prélèvement de tissus musculaires chez les poissons à l’aide d’une approche non destructive est fondée sur les travaux de Baker (2002) et de Baker et al. (2004).

  1. Pratique – Dans la mesure du possible, on devrait s’exercer au prélèvement sur du matériel archivé ou sur des poissons morts accidentellement avant d’utiliser la méthode sur des poissons vivants. En se familiarisant avec une technique, on réduit au minimum tout stress éventuel lié à la manipulation et à l’échantillonnage.
  2. Capture et anesthésie des poissons – Après avoir préparé deux contenants, un rempli d’eau bien oxygénée et l’autre renfermant une solution anesthésiante (p. ex., MS-222), on capture les poissons à l’aide d’une méthode non létale (pêche à la ligne, pêche de courte durée au filet maillant, pêche électrique, etc.), et on les place dans le contenant rempli d’eau oxygénée. On les transfère ensuite (un par un au besoin) dans le contenant de solution anesthésiante.
  3. Mesures externes des poissons – Une fois les poissons anesthésiés, on mesure leur longueur et on les pèse et, s’il y a lieu, on prélève une structure anatomique (comme un rayon de nageoire pelvienne) pour en déterminer l’âge.
  4. Prélèvement des tissus – Il existe deux outils pour recueillir de petits échantillons de tissus : les poinçons cutanés et les aiguilles à biopsie Tru-CutMD.
    • Tru-CutMD. À l’aide d’une aiguille stérilisée, enlever deux ou trois écailles de la région dorsale du poisson, juste sous la nageoire dorsale. Insérer ensuite obliquement (pour réduire au minimum la profondeur de pénétration) la canule externe à une profondeur d’environ 1 cm dans le tissu musculaire sous les écailles. L’aiguille à encoche (trocart) de 2 cm de longueur s’enfonce alors dans la chair. La guillotine glisse sur l’aiguille enfoncée pour couper le tissu et le retenir dans l’encoche. Retirer ensuite l’aiguille, ouvrir la canule et, à l’aide d’une pince en inox (qui doit être lavée à l’acide entre chaque prélèvement) ou d’une pince jetable en plastique, retirer le morceau de tissu que l’on place dans un petit flacon étiqueté. Les échantillons prélevés pèsent environ 25 mg. Il faut donc prélever et combiner au moins deux échantillons de tissus par poisson pour obtenir une quantité suffisante pour l’analyse. Selon Baker et al. (2004), cette méthode permet à une personne d’expérience de prélever un échantillon en une dizaine de secondes.
    • Ponction cutanée. Comme la ponction cutanée permet de prélever une plus grande quantité de tissu, c’est la méthode de prélèvement recommandée si l’on n’a accès qu’à la spectrophotométrie d’absorption atomique (vapeur froide) pour l’analyse des tissus. Cette méthode peut être utilisée avec les poissons dont la taille est supérieure à 200 mm. Enlever quelques écailles, puis placer le poinçon sur la peau de l’animal. En appliquant une pression modérée tout en exerçant un mouvement de torsion, pénétrer la musculature épaxiale pour prélever un petit morceau de tissu (environ 60 mg). Comme c’est le cas dans la méthode par biopsie, il faut prélever et combiner deux échantillons par poisson.
  5. Conservation des échantillons – Les échantillons doivent être congelés avec de la glace sèche ou de l’azote liquide pour prévenir toute décomposition pendant le stockage et le transport vers le laboratoire d’analyse. Ils doivent être lyophilisés et pesés avant l’analyse.
  6. Prévention de l’infection – Les méthodes de prélèvement de tissus, notamment la ponction cutanée, laissent une plaie ouverte qui augmente le risque d’infection. Pour atténuer ce risque, il faut refermer les plaies à l’aide d’une colle stérile, comme NexabandMD, qui agit comme un bandage imperméable.
  7. Suivi et réintroduction des poissons – Après avoir prélevé les échantillons de tissus, les poissons sont remis dans le contenant d’eau oxygénée jusqu’à ce qu’ils semblent avoir bien récupéré et nagent normalement, puis ils sont relâchés dans le milieu récepteur.
  8. Analyse chimique – Le choix de la méthode analytique doit tenir compte de l’exactitude des mesures chimiques pour les petites quantités de tissu. La spectrophotométrie d’absorption atomique (vapeur froide) nécessite un échantillon d’au moins 100 mg. La spectrométrie de fluorescence atomique (vapeur froide) a de plus faibles limites de détection et convient mieux au dosage des concentrations de mercure dans de petites quantités de tissu. La spectrométrie d’absorption atomique par combustion avec amalgamation à l’or est une méthode simple et rapide qui permet de doser le mercure total dans de petites quantités de tissu (Cizdziel et al., 2002).

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3.12 Références

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Tableaux

Le tableau 3-1 présente le degré de précision attendu et les statistiques sommaires des valeurs mesurées lors de l’étude des populations de poissons. Les valeurs exigées devant être évaluées sont notamment la longueur, le poids corporel total, l’âge, le poids des gonades, le poids des œufs, la fécondité, le poids du foie ou de l’hépatopancréas, les anomalies et le sexe. Le degré de précision attendu est indiqué pour chaque valeur exigée de même que les statistiques sommaires à fournir.

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Le tableau 3-2 présente les structures suggérées pour la détermination de l’âge d’espèces de poissons au Canada. Les espèces de poissons sont catégorisées en fonction d’une structure commune. Des commentaires sont indiqués concernant les rapports entre les structures pour la détermination de l’âge et les espèces de poissons.

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Le tableau 3-3 présente les indicateurs et les critères d’effets utilisés pour les différents types d’études des poissons. Les principaux indicateurs d’effets comprennent la survie, la croissance, la reproduction et la condition. Chaque indicateur d’effet est accompagné des critères d’effets et d’appui pour les études létales, des critères d’effets et d’appui pour les études non létales, ainsi que des critères d’effets et d’appui pour les études des mollusques sentinelles.

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Le tableau 3-4 présente des généralités et les périodes optimales suggérées pour l’échantillonnage des espèces de poissons utilisées dans les études de suivi des effets sur l’environnement. Les périodes d’échantillonnage sont établies en fonction du type de reproducteurs. Selon le type de reproducteurs et la période d’échantillonnage, la relation entre le poids des gonades et le poids corporel des femelles de la zone de référence est indiquée.

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Le tableau 3-5 présente les espèces de poissons couramment utilisées dans les ESEE, les aspects à considérer dans la conception du plan d’étude, ainsi que les périodes d’échantillonnage recommandées. Les poissons sont identifiés par famille, par espèce et par nom scientifique.

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Le tableau 3-6 présente le format suggéré pour présenter, en deux parties, les paramètres et les résultats des analyses de régression requis pour l’analyse de l’étude des poissons. Le tableau A présente le format suggéré pour indiquer les sommaires des paramètres, tandis que le tableau B illustre le format suggéré pour présenter les résultats des analyses de régression.

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Chapitre 4

4. Effets sur l’habitat du poisson : étude de la communauté d’invertébrés benthiques

4.1 Aperçu

4.2 Phases des ESEE

4.3 Considérations relatives au plan d’étude de la communauté d’invertébrés benthiques

4.4 Aspects statistiques pour les plans d’étude

4.5 Méthodes de terrain pour le suivi de la communauté d’invertébrés benthiques

4.6 Méthodes de laboratoire

4.7 Évaluation et interprétation des données

4.8 Exigences relatives à la présentation des données

4.9 Critères d’effet et critères d’appui de la communauté d’invertébrés benthiques

4.10 Évaluation des résultats

4.11 Autres outils pour le suivi ciblé, les approches fondées sur le poids de la preuve ou la recherche des causes

4.12 Références

Liste des tableaux

Liste des figures


4. Effets sur l’habitat du poisson : étude de la communauté d’invertébrés benthiques

4.1 Aperçu

L’étude de la communauté d’invertébrés benthiques réalisée aux fins des études de suivi des effets sur l’environnement (ESEE) a pour objet de déterminer l’ampleur et la portée géographique de la dégradation de l’habitat attribuable au rejet de l’effluent, et de fournir une évaluation des ressources alimentaires disponibles pour les poissons choisis dans l’étude des poissons (chapitre 3). Toutefois, puisqu’elle ne comprend pas une comparaison directe du régime alimentaire des poissons et des invertébrés benthiques, l’étude de la communauté d’invertébrés benthiques sert principalement à étudier la dégradation de l’habitat. Par conséquent, l’objectif de l’étude de la communauté benthique est de déterminer s’il y a des différences structurales (p. ex., densité totale des invertébrés, nombre de taxons, changements de la structure de dominance des taxons) entre les communautés d’invertébrés situées près du point de rejet final de l’effluent de la mine de métaux et les communautés de référence. Le plan d’étude sera différent selon que la mine de métaux rejette son effluent en eaux douces, estuariennes ou marines (voir la section 4.3). Par ailleurs, le plan d’étude des invertébrés benthiques ne correspond pas nécessairement à celui utilisé pour l’étude des poissons adultes ou l’évaluation de la qualité de l’eau, en raison des différents critères et difficultés inhérents à chaque protocole d’échantillonnage.

Si l’étude sur la communauté des invertébrés benthiques est effectuée dans une zone qui le permet, des échantillons de sédiments sont prélevés et la distribution granulométrique et la teneur en carbone organique total des sédiments de ceux –ci sont déterminées (Règlement sur les effluents des mines de métaux [REMM], annexe 5, sous-alinéa 16a)(iii)). Des échantillons d’eau doivent aussi être prélevés lorsque des études sur les invertébrés benthiques sont réalisées (REMM, annexe 5, sous-alinéa 7a)(ii)). Pour en savoir plus sur l’échantillonnage de l’eau et des sédiments, veuillez consulter les chapitres 5 et 7.

Le présent chapitre a pour objet de fournir des directives sur le plan d’étude et sur l’interprétation des résultats d’une étude de la communauté d’invertébrés benthiques, compte tenu des exigences des ESEE. Plus particulièrement, le présent document aborde 1) les divers plans d’étude; 2) la normalisation des méthodes; 3) les méthodes d’analyse des données appropriées au plan d’étude. Le Règlement sur les effluents des mines de métaux (REMM, annexe 5) établit les exigences et les échéanciers pour les études des communautés d’invertébrés benthiques. Le cadre général du Programme d’ESEE est présenté dans le chapitre 1 du présent guide technique.

Parmi les descripteurs des communautés d’invertébrés benthiques utilisés pour déterminer les effets (critères d’effet), figurent la densité totale des invertébrés benthiques, la richesse des taxons, l’indice de régularité (de Simpson) et l’indice de similarité (de Bray-Curtis) [REMM, annexe 5, sous-alinéa 16a)(iii)]. D’autres descripteurs des communautés (critères d’appui) susceptibles de faciliter l’interprétation des résultats pourraient être mesurés et présentés, mais ne sont pas des critères requis aux fins de la détermination des effets. Parmi ces critères d’appui figurent l’indice de diversité de Simpson, la densité des taxons (familles), la proportion des taxons (familles) et la présence/absence de taxons (familles). Pour en savoir plus sur les critères d’effet et les critères d’appui des communautés d’invertébrés benthiques, veuillez consulter la section 4.9.

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4.2 Phases des ESEE

4.2.1 Première phase et phases subséquentes des ESEE

La première phase de l’ESEE doit servir à caractériser les communautés benthiques des principaux habitats susceptibles d’être touchés par l’effluent d’une mine de métaux et à établir les conditions de référence requises aux fins de la comparaison des données obtenues au cours des phases suivantes. Il permet également de faire une évaluation critique de la nécessité de raffiner le plan d’étude des phases ultérieures ou d’ajouter d’autres méthodes de suivi. Nous énumérons ci-après les exigences relatives au plan d’étude à respecter pour atteindre les objectifs de l’étude de la communauté d’invertébrés benthiques s’appliquant aux mines de métaux de la phase 1.

L’étude de la phase 1 vise notamment à définir des zones qui sont relativement homogènes quant à la classe d’habitat et qui présentent une gamme particulière de degrés d’exposition à l’effluent de la mine de métaux.

Le plan d’étude de la première étude de la communauté d’invertébrés benthiques devrait comprendre :

  1. l’échantillonnage pendant une saison représentative sur le plan écologique;
  2. l’échantillonnage dans une zone de référence et dans une zone fortement exposée (p. ex., zone la plus proche du point de rejet de l’effluent);
  3. l’échantillonnage dans des habitats écologiquement représentatifs;
  4. un des sept plans d’échantillonnage sélectionné selon les caractéristiques des sites (tableau 4-1);
  5. les variables environnementales propres à chaque site qui seront mesurées;
  6. l’uniformisation des méthodes de terrain et de laboratoire.

Les phases subséquentes de l’ESEE servent à confirmer les résultats des phases précédentes, à raffiner au besoin les méthodes de suivi et à déterminer les facteurs responsables des effets détectés.

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4.2.2 Ampleur et portée géographique

Les études sur l’ampleur et la portée géographique visent à déterminer l’étendue spatiale des effets sur la communauté d’invertébrés benthiques qui sont causés par l’effluent d’une mine de métaux. Le chapitre 1 présente des renseignements sur les mines de métaux menant de telles études et sur les seuils critiques d’effets (SCE) établis par Environnement Canada afin de cibler les activités de suivi additionnelles.

Les plans d’étude sur l’ampleur et la portée géographique devraient comprendre :

  1. les mêmes éléments des plans d’étude et d’échantillonnage que ceux du suivi précédent, mais une couverture géographique plus grande (zones d’échantillonnage additionnelles);
  2. une évaluation de la pertinence des zones échantillonnées antérieurement. La nouvelle couverture géographique peut comprendre des types d’habitat et de substrat additionnels (par ex., cours d’eau ou lacs d’un ordre supérieur, ou zones marines ou estuariennes allant des zones intertidales aux zones infralittorales). Si ces nouveaux habitats n’étaient pas représentés dans les zones de référence utilisées dans le cadre du suivi précédent, il convient de réévaluer la pertinence de ces zones de référence;
  3. l’échantillonnage d’autres habitats, saisons ou stades du cycle vital des invertébrés présentant un intérêt écologique, si cela est approprié pour l’évaluation de l’ampleur des effets détectés;
  4. la possibilité de considérer d’autres indicateurs biotiques comme outils d’évaluation de l’ampleur des effets, si l’utilisation de tels indicateurs paraît appropriée et utile. Parmi les indicateurs susceptibles d’être utilisés à cette fin, mentionnons la biomasse et la composition taxinomique des communautés de périphyton, de phytoplancton, de macrophytes ou de zooplancton, l’échantillonnage des invertébrés à d’autres stades du cycle vital, l’identification plus fine des invertébrés, la biomasse des invertébrés, la production secondaire, d’autres habitats vulnérables ou saisons, et les essais de toxicité des sédiments et de l’eau.

Lors d’études sur l’ampleur et la portée géographique, les questions suivantes pourraient être abordées :

Ampleur :

  1. Combien de groupes taxinomiques sont touchés?
  2. Quelle est l’ampleur des effets (p. ex., importance de la variation de la densité) sur les groupes taxinomiques touchés?
  3. Les effets sont-ils observés chez d’autres organismes benthiques, comme le périphyton ou les macrophytes, présents dans la zone de référence et vraisemblablement présents dans la zone exposée? Il est à noter que cette question n’a pas à être abordée dans le cadre du Programme d’ESEE, mais pourrait faire partie d’une étude de recherche des causes.

Portée géographique :

  1. Quelle est la superficie du territoire touché?
  2. Les communautés d’invertébrés benthiques se trouvant aux stations d’échantillonnage les plus éloignées du point de rejet de l’effluent sont-elles similaires à celles des stations de référence?

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4.2.3 Recherche des causes

Pour en savoir plus sur la recherche des causes, veuillez consulter le chapitre 12 du présent guide.

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4.3 Considérations relatives au plan d’étude de la communauté d’invertébrés benthiques

Diverses considérations et recommandations devant être examinées au cours du processus d’élaboration du plan d’étude sont analysées ci-dessous. Les plans pour les études sur la communauté d’invertébrés benthiques doivent être appropriés au site visé. Les sept plans recommandés sont décrits à la section 4.3.5. Ils cherchent tous à prendre en compte les contraintes possibles et les facteurs liés à la disponibilité et la distribution spatiale des zones de référence convenables ainsi que sur l’étendue et l’hétérogénéité des zones exposées potentielles. Il faut souligner que, bien que ces plans d’étude soient considérés comme les plans existants, d’application générale, les plus faciles à suivre, il ne s’agit pas d’une liste exhaustive des moyens possibles de réaliser une étude de la communauté d’invertébrés benthiques. Il est présumé que chaque responsable d’étude possède suffisamment de connaissances scientifiques pour appliquer les présentes recommandations avec toute la rigueur voulue et déterminer si certaines conditions particulières justifient l’apport de modifications aux plans d’étude.

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4.3.1 Analyse de puissance et taille des échantillons

Pour une description détaillée de l’analyse de puissance, veuillez consulter le chapitre 8 du présent guide technique.

Dans le cadre de la première phase de l’ESEE, il est recommendé que l’étude comporte ce qui suit :

  1. au moins deux zones d’étude : la zone de référence et une zone fortement exposée à l’effluent;
  2. au moins cinq station répétées dans chacune des deux zones d’étude;
  3. au moins trois sous-échantillons de terrain à prélever dans chacune des stations.

En l’absence d’information a priori sur la densité et la variabilité des populations d’invertébrés à l’intérieur d’une station, on fixe arbitrairement à trois le nombre de sous-échantillons requis pour refléter avec exactitude la densité réelle à chacune des stations. Le nombre total d’échantillons d’invertébrés benthiques recommandé s’élève donc à 30 pour les mines de métaux qui mènent leur première étude de suivi (phase 1). Lorsque des plans d’étude autre que le plan contrôle-impact sont requis, il est essentiel de conserver le même effort d’échantillonnage minimal, bien que la répartition des zones, des stations et des échantillons puisse différer.

En outre, il est important que les stations soient réparties de manière que seule la classe dominante d’habitat soit échantillonnée (voir la section 4.3.7). Le fait de limiter l’échantillonnage à l’habitat dominant réduit la variation des données. Les zones d’étude caractérisées par des habitats extrêmement hétérogènes ou qui présentent deux habitats d’importance égale pourraient exiger un effort d’échantillonnage supérieur à l’effort minimal recommandé ci-dessus. Il est souhaitable de dépasser les exigences minimales liées à l’effort d’échantillonnage. Dans ce cas, l’une ou l’autre des mesures suivantes pourraient être mises en œuvre : ajout d’une ou de plusieurs zones de référence, ajout d’une zone peu exposée à l’effluent ou très peu exposée à l’effluent, augmentation du nombre de stations par zone ou augmentation du nombre de sous-échantillons de terrain par station. La décision d’accroître l’effort d’échantillonnage devrait être prise en consultation avec le coordonnateur régional.

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4.3.2 Facteurs de confusion

Il convient de noter que le Programme d’ESEE des mines de métaux ne charge pas l’industrie des mines de métaux de déterminer les effets des rejets d’autres industries ou sources de pollution sur les communautés d’invertébrés benthiques lorsqu’en présence de rejets multiples.

Est-il possible d’éliminer les effets de certains facteurs de confusion en modifiant le plan d’étude?

L’interprétation des effets sur la communauté d’invertébrés benthiques peut être difficile si des facteurs de confusion sont présents dans la zone à l’étude. Un examen minutieux des données historiques ou existantes et des informations amassées durant la caractérisation du site afin de mieux éclairer le choix des composantes des plans d’étude et d’échantillonnage peut souvent aider à résoudre les problèmes posés par les facteurs de confusion. Pour en savoir plus sur les facteurs de confusion, veuillez consulter Hauer et Lamberti (1996), Culp et al. (2000) et Lowell et al. (2000).

Ces facteurs peuvent être regroupés dans quatre catégories :

Variables environnementales : les variables environnementales peuvent fausser l’interprétation des effets sur la communauté d’invertébrés benthiques lorsqu’il n’est pas possible de distinguer les effets de l’effluent d’une mine de métaux des effets engendrés par les différences de certains paramètres de l’habitat naturel. Pour tenter de résoudre ce problème, le plan peut être modifié de manière à mieux caractériser les conditions de référence et à inclure tous les types d’habitat. À cette fin, des zones de référence peuvent être choisies dans des bassins hydrographiques adjacents ou plus éloignés ou l’échantillonnage de zones de référence additionnelles peut être effectué (c.-à-d. en délaissant l’approche contrôle-impact simple pour un plan plus approprié – voir les figures 4-3, 4-4 et le tableau 4-1). Parmi les facteurs de confusion potentiels dont les effets peuvent être éliminés par l’adoption de plans d’étude et d’échantillonnage plus appropriés, mentionnons les gradients de profondeur, la granulométrie du substrat, la dilution rapide de l’effluent, les événements interannuels ou rares et les fluctuations saisonnières ou à long terme de paramètres physiques comme la température ou les régimes d’écoulement. Il peut être possible d’évaluer l’influence des variations des paramètres environnementaux ou d’habitat en examinant les corrélations entre les mesures de ces paramètres et celles des indicateurs benthiques.

Rejets multiples ou effets historiques : l’interprétation des résultats peut également se révéler difficile lorsque les zones exposées à divers degrés à l’effluent d’une mine de métaux sont également exposées à d’autres effluents ou facteurs de stress à des degrés divers ou encore lorsque les habitats ont été perturbés dans le passé par la construction d’ouvrages tels que des digues ou des bassins de retenue. Lorsque c’est possible, le changement de l’emplacement des stations d’échantillonnage pourrait remédier au problème. Dans les zones sédimentaires, la collecte de carottes de sédiments peut également aider à résoudre les problèmes posés par les facteurs de confusion résultant d’effets historiques (pour de plus amples renseignements sur le suivi des sédiments, voir le chapitre 7).

Moment de l’échantillonnage : la période de l’année ou l’année durant laquelle l’échantillonnage est réalisé peut compliquer l’interprétation des effets de l’effluent sur la communauté d’invertébrés benthiques. Une bonne connaissance de la phénologie des diverses espèces d’invertébrés formant la communauté benthique (c.-à-d. la relation entre le climat et les caractéristiques du cycle vital des invertébrés) et un examen minutieux des données recueillies au cours des années antérieures dans les zones de référence permettent normalement de tenir compte de ces facteurs.

Méthodes d’échantillonnage : si les méthodes d’échantillonnage courantes (types de dispositif d’échantillonnage, dimensions des mailles ou identification réalisée selon des niveaux de résolution taxinomique différents) n’ont pas été utilisées de manière systématique dans une même étude ou dans plusieurs études consécutives, les effets de l’effluent sur les communautés d’invertébrés benthiques pourraient être masqués. Il peut être possible de procéder à un examen plus approfondi des données et d’utiliser un niveau de résolution taxinomique comparable en ramenant toutes les identifications à un niveau commun plus élevé. Toutefois, dans bien des cas, une révision complète du plan d’étude afin de permettre une utilisation cohérente des méthodes d’échantillonnage courantes peut être nécessaire afin de résoudre ces problèmes. Enfin, si des conditions environnementales ou divers aspects logistiques ne permettent pas de mener à bien l’échantillonnage correctement et en toute sécurité, l’utilisation d’autres méthodes peut être envisagée.

À l’heure actuelle, la seule autre méthode recommandée pour le volet des invertébrés benthiques est l’utilisation de mésocosmes afin de mener sur le terrain des bioessais à l’échelle des communautés. La mine de métaux peut toutefois proposer d’autres méthodes de suivi, justifiables sur le plan scientifique, permettant de déterminer si l’effluent a des effets sur la communauté d’invertébrés benthiques. Les mésocosmes sont également utiles comme outil de recherche des causes (voir le chapitre 12). Leur applicabilité et les diverses méthodologies sont décrites en détail au chapitre 9. D’autres méthodes sont également décrites au chapitre 9.

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4.3.3 Uniformisation de la terminologie

Aux fins du Programme d’ESEE, il est essentiel d’adopter des définitions standardisées pour désigner les lieux d’échantillonnage, afin de faciliter les évaluations régionales et nationales. La terminologie uniformisée suivante s’appliquant aux lieux d’échantillonnage devrait être adoptée et appliquée de manière cohérente et rigoureuse, et ce, pour toutes les ESEE comportant une étude de la communauté d’invertébrés benthiques. Une représentation schématique de ces termes est présentée à la figure 4-1.

La présente section définit les termes station répétée et sous-échantillon de terrain. Les zones de référence et d’exposition sont définies au chapitre 2. Pour les plans d’étude de base convenant à l’analyse de variance (ANOVA) (contrôle-impact, contrôle-impact multiple), dont les objectifs consistent à déterminer les différences entre les zones et au sein de chaque zone, chaque zone exposée et chaque zone de référence comporte un certain nombre de stations répétées (c.-à-d. les répétitions pour l’ANOVA), et chaque station répétée, un certain nombre de sous-échantillons de terrain regroupés. De la même façon, les plans d’étude par gradient ou fondés sur les conditions de référence (c.-à-d. approche fondée sur les conditions de référence [ACR]) utilisent les stations répétées comme échelle spatiale de répétition, des sous-échantillons de terrain étant recueillis au besoin (voir la section 4.3.5 pour la description de ces approches).

Le concept de zone ne s’applique pas directement au plan d’étude par gradient ou à l’approche fondée sur les conditions de référence (ACR). Lorsqu’un plan d’étude par gradient ou de l’ACR est élaboré ou utilisé, les comparaisons ne sont pas fondées sur un plan équilibré avec un nombre similaire de stations répétées dans les zones d’exposition et de référence. Par exemple, pour l’ACR, les stations exposées sont comparées individuellement à une distribution de stations de référence représentant les conditions de référence appropriées. Dans le cas des études par gradient, le manque de zones de référence ou exposées appropriées pourrait justifier le choix de ce type d’étude. Par conséquent, la terminologie propre à l’ANOVA ne s’applique pas directement à cette méthode. La section 4.3.5 présente ces plans d’études de manière plus détaillée.

De plus amples informations concernant le nombre requis de stations répétées et leur répartition en fonction de l’échelle spatiale et du plan d’étude sont fournies aux sections 4.3.5 et 4.4.2.

Sous-échantillons de terrain

Les sous-échantillons de terrain sont constitués d’invertébrés benthiques récoltés dans une superficie déterminée ou pendant une période de temps fixe (p. ex., échantillon prélevé à l’aide d’une benne, d’un carottier, d’un cylindre, d’un quadrat, d’un filet troubleau ou d’un filet en U). Afin d’assurer la répartition spatiale adéquate des sous-échantillons à l’intérieur d’une station d’échantillonnage, ils devraient être prélevés selon un plan d’échantillonnage aléatoire ou aléatoire stratifié. Aux fins des nombreuses analyses statistiques utilisées pour évaluer les effets en eau douce ou en milieu marin (section 4.9), les données de tous les sous-échantillons de terrain provenant d’une même station sont regroupées afin de fournir une seule valeur pour chaque descripteur à chaque station.

Regroupement des sous-échantillons de terrain

Le regroupement des données des sous-échantillons de terrain peut être effectué à divers moments du programme de suivi. Le moment précis où ce regroupement peut être effectué dépend de divers facteurs, dont :

  1. l’efficacité du traitement et de l’entreposage des échantillons de terrain (les récipients d’entreposage des échantillons de terrain ont-ils la taille requise pour recevoir des échantillons regroupés?)
  2. l’efficacité du tri en laboratoire (le tri d’échantillons plus petits est-il plus efficient?)
  3. la capacité de répondre aux questions soulevées dans le plan d’étude.

Les deux premiers facteurs, qui ont pour résultat le regroupement physique des sous-échantillons, sont essentiellement de nature logistique. Leur applicabilité devrait être établie en fonction des caractéristiques propres à chaque site et des méthodes utilisées. Il convient de noter que le regroupement physique entraîne la perte des informations se rapportant à chacun des sous-échantillons. En ce qui a trait au troisième facteur s’il s’avère nécessaire d’obtenir des informations additionnelles pour résoudre certaines questions soulevées dans le plan d’étude (p. ex., examen des aires de répartition des espèces ou évaluation de la précision des sous-échantillons de terrain), les sous-échantillons peuvent être conservés et traités individuellement. Les données non regroupées peuvent alors être utilisées pour examiner les questions posées par le plan d’étude, puis regroupées électroniquement aux fins des analyses statistiques appropriées. Pour les divers paramètres, le regroupement électronique doit être fait de façon à donner des résultats équivalents à ceux qui auraient été obtenus avec le regroupement physique des sous-échantillons de terrain. Cet aspect est particulièrement important pour le critère de la richesse des taxons. Des exemples de calcul de la densité et de la richesse des taxons à une station avec les données regroupées sont présentés ci-dessous.

Pour la densité, le calcul doit être effectué comme ceci :

Densité calculée en regroupant les sous-échantillons = (nombre dans le sous-échantillon a + nombre dans le sous-échantillon b + nombre dans le sous-échantillon c) / superficie totale des sous-échantillons a, b et c.

Il faut noter que le nombre obtenu est le même que si la densité était calculée pour chaque sous-échantillon et qu’une moyenne était effectuée.

Toutefois, le calcul de la richesse des taxons pour une station n’est pas équivalent à la moyenne de la richesse des taxons dans les trois sous-échantillons. La richesse des taxons d’une station doit être calculée comme suit :

Richesse des taxons de la station = tous les taxons observés à une station, dans tous les sous-échantillons (et non pas le nombre moyen de taxons des trois sous-échantillons).

Station répétée

Une station répétée est un site d’échantillonnage précis et fixe à l’intérieur d’une zone à l’étude. C’est une entité reconnaissable qui peut faire l’objet d’échantillonnages répétés et qui peut être définie quantitativement (p. ex., latitude et longitude, description écrite). Dans chaque type d’habitat, un certain nombre de stations répétées sont échantillonnées. L’échantillonnage de chaque station produit un échantillon composite constitué préférablement d’au moins trois sous-échantillons d’invertébrés benthiques. Les stations situées dans la zone exposée doivent être exposées au panache de l’effluent. En outre, les stations répétées doivent être suffisamment éloignées les unes des autres pour être considérées comme des répétitions au sens statistique du terme.

La superficie des stations répétées varie selon qu’elles sont situées dans des lacs, des cours d’eau ou des milieux marins côtiers. Les superficies recommandées pour les lacs et les cours d’eau sont les suivantes :

Lacs : chaque station répétée devrait mesurer au moins 10 m × 10 m et se trouver à au moins 20 m de la station la plus rapprochée.

Cours d’eau : chaque station répétée devrait comprendre un tronçon longitudinal comportant une séquence d’une fosse et un seuil et s’étalant sur une longueur équivalente à six fois la largeur à pleins bords du chenal (Leopold et al., 1964; Newbury, 1984; Leopold, 1994). La distance entre les stations situées dans un habitat similaire devrait être égale à au moins trois fois la largeur à pleins bords. Pour faire en sorte que l’échantillonnage prévu dans le cadre du Programme d’ESEE s’effectue de façon cohérente, il est recommandé d’utiliser la définition de la largeur à pleins bords proposée par Newbury et Gaboury (1993) et dans le chapitre 5 du présent guide technique. S’il est n’est pas faisable d’échantillonner une telle longueur de cours d’eau (p.ex., grands cours d’eau ou ruisseaux d’amont dont les gradients changent rapidement), on pourra alors retenir la définition de superficie d’une station répétée proposée pour les lacs (c.-à-d., site revisitable mesurant au moins 10 m × 10 m et suffisamment éloignée des stations voisines).

Milieux côtiers marins : chaque station répétée devrait être un lieu défini où il est possible, par ses dimensions, d’y revenir (c.-à-d. 10 m × 10 m). Les stations répétées doivent être espacées les unes des autres d’au moins 50 m, cette distance variant selon la superficie de la zone. Dans certains estuaires, une station répétée devrait comprendre un tronçon longitudinal qui inclut le principal habitat à échantillonner (p. ex., distance équivalente à six fois la largeur à pleins bords). Si cette longueur de tronçon n’est pas réalisable dans de grands estuaires, une définition similaire à celle proposée pour les zones côtières peut être adoptée.

Zone

Les renseignements généraux et les définitions des zones de référence et des zones exposées sont présentés au chapitre 2.

La superficie recommandée pour une zone d’étude des invertébrés benthiques diffère selon que celle-ci est située dans un lac, un cours d’eau et un estuaire. Les superficies recommandées pour les lacs et les cours d’eau sont les suivantes :

Lacs : la zone d’étude devrait mesurer au moins 100 m × 100 m et être suffisamment grande pour contenir le nombre nécessaire de stations répétées suffisamment éloignées les unes des autres.

Cours d’eau : la superficie de la zone d’étude dépend de la morphologie du cours d’eau. Cette zone devrait correspondre à un tronçon de cours d’eau suffisamment grand pour contenir le nombre nécessaire de stations répétées suffisamment éloignées les unes des autres. La longueur totale du cours d’eau contenant la zone est donc équivalente au produit du nombre de stations répétées par six fois la largeur à pleins bords. Cette longueur de tronçon devrait permettre normalement de contenir une séquence d’un seuil et une fosse (Newbury, 1984).

Estuaires : pour les estuaires relativement homogènes et de faible salinité, les exigences régissant la délimitation de la zone sont les mêmes que pour les cours d’eau. Pour les régions marines longues et étroites se prêtant à un plan de type contrôle-impact, comme certaines baies et les fjords, la zone devrait être suffisamment grande (au moins 100 × 100 m) pour inclure l’habitat homogène à échantillonner, la gamme d’exposition recherchée et le nombre nécessaire de stations répétées (suffisamment éloignées les unes des autres).

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4.3.4 Indication de l’emplacement des stations d’échantillonnage

Veuillez consulter la section 2.2.3 du chapitre 2 pour obtenir des renseignements généraux sur la façon d’indiquer l’emplacement des stations d’échantillonnage.

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4.3.5 Plans d’échantillonnage recommandés

Les caractéristiques propres au site doivent être prises en compte dans la sélection d’un plan pour l’étude de la communauté d’invertébrés benthiques. L’un des sept plans d’échantillonnage suivants est recommandé.

  1. contrôle-impact (C-I);
  2. contrôle-impact multiple (C-IM);
  3. avant-après–contrôle-impact (BACI; de l’anglais before/after-control/impact);
  4. gradient linéaire (GL)
  5. gradient radial (GR);
  6. gradients multiples (GM);
  7. approche des conditions de référence (ACR).

Des exemples de ces plans se trouvent aux figures 4-2, 4-3 et 4-4.

Ces plans se subdivisent en trois catégories fondamentales qui relèvent chacune d’une approche conceptuelle différente. Ces catégories sont les suivantes :

  1. les plans d’échantillonnage contrôle-impact et contrôle-impact multiple (ainsi que BACI) satisfont aux conditions d’application de l’analyse de variance et permettent de détecter d’éventuelles différences entre la zone exposée et la zone de référence.
  2. les plans d’échantillonnage par gradient(s) (linéaire, radial ou multiples) permettent d’examiner les changements qui surviennent dans la structure de la communauté tout au long d’un gradient physique ou d’un gradient de concentration de l’effluent. Ces plans se prêtent mieux aux analyses de régression ou de covariance (ANCOVA).
  3. l’approche multivariable fondée sur les conditions de référence permet de comparer des stations potentiellement « perturbées » ou exposées à des stations de référence pertinentes choisies.

Il convient de noter que les plans des deux dernières catégories se prêtent dans certaines circonstances aux analyses de variance. D’autres méthodes de suivi (p. ex., mésocosmes) sont également recommandées, mais leur utilisation doit se justifier scientifiquement. Les caractéristiques, l’applicabilité et les limites des plans d’échantillonnage susmentionnés sont brièvement présentées au tableau 4-1 et décrites de façon plus détaillée ci-dessous.

Les descriptions qui suivent s’appliquent principalement à la conception de la première phase et des phases subséquentes. Des applications spéciales permettant de déterminer l’ampleur et la portée géographique d’un effet sont présentées, le cas échéant.

Plan d’étude contrôle-impact

Le plan d’étude le plus simple à utiliser pour l’ESEE est le plan contrôle-impact (ou référence-exposition) (Green, 1979). Dans les cours d’eau et les estuaires, ce système prévoit la sélection d’au moins une zone de référence et d’une série de zones exposées en aval. Pour le suivi régulier, il devrait y avoir au moins une zone fortement exposée à l’effluent. Les degrés d’exposition à l’effluent diffèrent entre les zones exposées et les zones de référence, mais ils devraient être comparables d’une station à l’autre dans une zone donnée. Les classes d’habitat échantillonnées devraient être uniformes d’une zone à l’autre et, exception faite du degré d’exposition, être le plus similaires possible relativement à des caractéristiques comme le substrat, la profondeur, la vitesse du courant, les propriétés de l’eau, les gradients environnementaux, l’utilisation des terres, etc. Dans le premier plan d’étude, l’analyse de variance est utilisée pour comparer les zones, et ce plan est recommandé pour les cours d’eau simples et homogènes qui ne comportent pas de rejets en amont ou provenant d’autres sources près du site pouvant masquer les effets.

La mine de métaux peut proposer des modifications à ce plan d’ANOVA de base, à condition que la version modifiée soit scientifiquement justifiable et permette d’examiner les questions de suivi appropriées. Par exemple, des modifications du plan contrôle-impact peuvent être appropriées si la présence d’un facteur de confusion ne permet pas de trouver une zone de référence en amont ou dans un bassin hydrographique adjacent, mais qu’un tel plan pourrait s’appliquer. Dans ce cas particulier, la zone de référence peut être choisie en aval du point de rejet plutôt qu’en amont. Cette zone de référence devrait cependant se trouver hors de la zone exposée et satisfaire aux mêmes critères applicables aux zones de référence que les autres plans.

Ce premier plan est également recommandé pour les estuaires simples et homogènes ou les baies ou bras étroits ne comportant pas d’effluents en amont ou provenant d’autres sources près du site pouvant masquer les effets, ou encore lorsque les habitats pertinents sur le plan écologique sont répartis en îlots isolés mais homogènes (par ex., affleurements rocheux épars).

Ampleur et portée géographique

Le plan C-I peut également être utilisé pour évaluer la portée géographique d’un effet en faisant d’abord appel à des protocoles de bioévaluation rapide (Plafkin et al., 1989) ou à d’autres informations existantes pour évaluer approximativement la distance jusqu’à laquelle se fait sentir l’effet. Cette étape peut être suivie d’un programme de suivi de type C-I englobant la zone fortement exposée et ciblant des zones exposées additionnelles situées dans des endroits où les effets détectés semblent se dissiper. Ces zones additionnelles devraient être réparties de manière à englober le point le plus éloigné où l’on soupçonne que les effets de l’effluent demeurent perceptibles. L’échantillonnage devrait comprendre également les zones de référence et les zones exposées déjà suivies. À l’aide d’une analyse de variance, des comparaisons entre les zones peuvent dès lors être effectuées afin de déterminer la portée géographique d’un effet à un niveau de signification donné.

Plan d’étude contrôle-impact multiple

L’utilisation d’une zone de référence unique soulève deux difficultés importantes : 1) la possibilité élevée de la présence d’autres facteurs de confusion et 2) le manque d’indépendance entre les stations d’une même zone de référence (pseudorépétition) (Hurlbert, 1984). Dans les systèmes où il est impossible de trouver une zone de référence appropriée en raison de la présence de facteurs de confusion ou dans les cas où il y a constat, après examen des données historiques, qu’il est préférable d’utiliser plus d’une zone de référence, le plan d’étude contrôle-impact multiple devrait être utilisé. Un schéma illustrant l’application de ce plan d’étude aux mines de métaux rejetant leur effluent dans les cours d’eau importants, les lacs ou les eaux côtières est présenté à la figure 4-2d, e, f. Le plan d’échantillonnage devrait être conçu de manière à ce que les zones de référence additionnelles soient situées dans des bassins hydrographiques adjacents ou dans des baies voisines et comportent un assemblage de classes d’habitats comparable à la gamme d’habitats trouvés dans la zone exposée.

De par leur conception, les plans C-I et C-IM visent à étudier une différence particulière d’ampleur de l’effet entre les zones à l’étude. Ces plans satisfont aux conditions d’application des analyses de variance et des analyses de puissance qui s’y rattachent. Ces méthodes s’appliquent avec souplesse et peuvent fournir des indicateurs permettant de déterminer si l’effluent de la mine de métaux a un effet biologique ou non sur la communauté d’invertébrés benthiques. Ces plans supposent au départ que l’exposition à l’effluent et les conditions de l’habitat sont relativement homogènes dans toutes les stations comprises à l’intérieur d’une zone d’échantillonnage, ou encore que l’exposition à l’effluent varie à l’intérieur de limites acceptables dans une zone donnée.

Plan d’étude avant-après–contrôle-impact (BACI)

Les plans C-I et C-IM peuvent être améliorés lorsque des données sont recueillies avant et après le début du rejet de l’effluent dans le plan d’eau récepteur. Les mêmes aspects décrits précédemment s’appliquent au choix des zones de référence (contrôle) et des zones exposées (impact). Le plan est toutefois amélioré grâce à la collecte de données à la fois avant et après que l’installation devient fonctionnelle. Ce type de plan de suivi a été nommé « avant-après–contrôle-impact » (BACI, de before/after-control/impact) (Schmitt et Osenberg, 1996). Son utilisation aide à distinguer les effets de l’effluent par rapport aux différences naturelles entre les zones de référence et les zones exposées qui existaient déjà avant le rejet de l’effluent.

Green (1979), Schmitt et Osenberg (1996), Underwood (1997), de même que les références qu’ils contiennent, présentent des descriptions détaillées de plusieurs types de plans BACI et des analyses statistiques effectuées. Dans sa forme la plus simple, un plan BACI nécessite la collecte de données de suivi au moins une fois avant et une fois après le début du rejet de l’effluent dans une zone de référence et dans une zone exposée, puis les données sont analysées par ANOVA factorielle superfie-temps (Green, 1979). Dans cette situation, l’existence d’un effet de l’effluent est inférée quand le terme d’interaction superficie-temps de l’ANOVA est significatif. Quand les zones de référence et exposée ont été échantillonnées de manière répétée pendant la période avant et la période après, il est possible de recourir à une analyse BACI pour séries appariées; dans ce cas, les effets potentiels sont étudiés en recherchant un changement dans la valeur de delta (différence entre les zones de référence et les zones exposées), de la période avant à la période après le rejet (Schmitt et Osenberg, 1996). Il est possible d’améliorer ce plan en intégrant plusieurs zones de référence (Schmitt et Osenberg, 1996; Underwood, 1997). Veuillez consulter la section 2.2.2.2.2 du chapitre 2 pour en savoir plus sur les données de base.

Plan d’étude par gradient linéaire ou gradient radial

Les plans d’étude par gradient linéaire ou radial (figure 4-3a, b, c) conviennent dans le cas où la dilution rapide de l’effluent empêche la sélection d’une zone exposée présentant des concentrations d’effluent relativement homogènes. Comme le plan C-I, les plans par gradient peuvent être utilisés lorsqu’il est impossible de trouver une zone de référence appropriée en amont du point de rejet de l’effluent ou dans une baie ou un bassin hydrographique adjacent. Ces plans permettent également de déterminer la distance à laquelle les effets demeurent perceptibles le long du panache de l’effluent (soit l’objectif de la détermination de l’ampleur et de la portée géographique).

L’approche par gradient permet d’examiner les écarts par rapport à un « modèle » attendu (non perturbé) de corrélations entre des facteurs biotiques et environnementaux le long de gradients spatiaux. Elle se prête davantage à l’analyse de régression (ou à une méthode équivalente), pour laquelle il est plus approprié d’obtenir des mesures exactes des variables biotiques et d’habitat pour une gamme suffisamment grande de conditions que de consacrer des efforts équivalents à des répétitions (p. ex., cinq stations à l’intérieur d’une zone). Dans le cas le plus simple, on conclura à la présence d’un effet statistiquement significatif si la pente de la droite de régression d’une variable réponse (variable dépendante) en fonction de la distance du point de rejet de l’effluent est significativement différente de 0. Cette méthode est fondée sur la présence d’un gradient d’effet s’amenuisant en fonction de la distance à partir de la source ponctuelle de rejet, et il n’est pas toujours possible de confirmer la présence ou l’absence d’un effet dans une station donnée. Il convient alors de déterminer à quel endroit précis le long du gradient les effets étudiés ne sont plus détectables ou cessent d’être importants. Par conséquent, avec les plans par gradient, les données de référence proviennent des stations les plus éloignées de la source de l’effluent.

Un gradient n’est pas nécessairement rectiligne, et les stations d’une zone donnée ne sont pas nécessairement équidistantes le long de ce dernier. L’intervalle entre les stations peut être plus ou moins continu le long du gradient à mesure qu’on s’éloigne de la source de l’effluent. Comparativement au plan C-I, l’effort d’échantillonnage porte moins sur des zones de dilution nettement différentes que sur une couverture spatiale adéquate. Il n’existe souvent pas d’espaces « vides » entre les zones d’échantillonnage distinctes, mais plutôt un continuum de stations d’échantillonnage réparties le long du gradient. Toutefois, si la dilution de l’effluent change brusquement dans le milieu récepteur, il convient d’accroître l’effort d’échantillonnage dans cette portion particulière du gradient afin de détecter avec exactitude les changements soudains des effets de l’effluent de la mine de métaux.

Un plan par gradient linéaire est particulièrement indiqué pour les plans d’eau étroits tels que les cours d’eau. Le plan par gradient radial peut mieux convenir aux plans d’eau plus larges comme les lacs et les zones côtières ouvertes. L’échantillonnage s’effectue en divers points s’éloignant de la source de l’effluent, le long de plusieurs transects suivant des gradients. Comme le plan d’étude C-IM, le plan d’étude par gradient radial permet d’accroître le nombre de sites de référence. Il offre en outre une meilleure couverture spatiale, ce qui est un atout dans le cas des zones lacustres ou marines ouvertes et non homogènes, où la circulation de l’eau et les courants sont souvent assujettis à des régimes complexes et où l’on peut trouver une variété de classes d’habitats ou de gradients d’importance égale.

Pour le plan par gradient radial, la comparaison des résultats des régressions pour chaque gradient (p. ex., abondance des invertébrés benthiques en fonction de la distance du point de rejet) peut aider à déterminer l’orientation et l’étendue des effets. Il est également possible de soumettre les données de tous les gradients à une analyse de régression, si la comparaison s’effectue entre des facteurs biotiques et des facteurs physiques non liés à des facteurs géographiques ou de l’habitat naturel. Si l’effort d’échantillonnage est suffisamment intense (p. ex., gradient radial), il peut être possible de choisir des stations répétées sans facteurs de confusion (habitats homogènes) en vue d’effectuer une analyse de régression entre une variable biotique et une variable liée à l’effluent.

Dans la mesure du possible, le gradient d’exposition devrait être dissocié de tout gradient environnemental. En présence d’un gradient d’exposition décroissant le long de zones de profondeurs différentes, l’application d’un plan par gradient linéaire ou radial peut encore être envisagée si les gradients d’exposition et de profondeur ne sont pas corrélés et si les différences de profondeur ne sont pas importantes au point de masquer les effets de l’effluent. Dans les cas où une corrélation peut être établie entre le gradient d’exposition et un gradient environnemental, il peut être préférable d’appliquer un plan d’étude à gradients multiples (voir la prochaine section). Autrement, il peut être nécessaire d’utiliser une approche multivariable pour éliminer l’effet des variations de profondeur.

Plans d’étude par gradients, et ampleur et portée géographique

En raison de la répartition des stations d’échantillonnage, l’utilisation de plans d’étude par gradient est particulièrement appropriée pour déterminer la portée géographique d’un effet. Le plan le plus simple pour étudier l’ampleur et la portée géographique consiste à répartir les stations d’échantillonnage le long d’un gradient d’exposition décroissant, en veillant à ce que les stations les plus éloignées soient situées à bonne distance de la zone d’influence de l’effluent. Il est alors possible de déterminer la portée géographique des effets en reportant sur un graphique les variables réponse en fonction de la distance à partir de la mine de métaux et en examinant les données afin de trouver le point d’inflexion où les variables réponse convergent asymptotiquement vers les conditions de référence. Il est également possible d’inclure les données des stations ainsi réparties, avec les paramètres physicochimiques mesurés, dans une analyse multivariable (ordination ou groupement) en vue d’établir quelles stations distantes sont groupées avec les stations de référence et lesquelles sont associées aux stations distinctement soumises aux effets de l’effluent. Ces deux approches (représentation graphique et analyse multivariable) visent à relever des tendances parmi l’ensemble des données en vue de déterminer de façon approximative la portée géographique des effets. Comme ces approches ne comportent pas de vérification d’hypothèses, une analyse de puissance ne s’appliquerait pas (contrairement à l’application de l’approche C-I à l’étude de l’ampleur et de la portée géographique; voir ci-dessus).

Il est également possible de concevoir un plan d’étude par gradient prévoyant la vérification d’hypothèses pour examiner la portée géographique d’un effet. Il faut alors utiliser les sous-échantillons de terrain comme répétitions (et traiter les stations comme des zones) et effectuer des comparaisons station par station à l’aide d’une analyse de variance le long d’un gradient en vue de déterminer à quel endroit les effets s’estompent, à un niveau de signification donné. Cette approche peut cependant nécessiter un effort d’échantillonnage considérable, selon le nombre de stations réparties le long du gradient et le nombre de sous-échantillons de terrain requis (par l’analyse de puissance) par station.

Plan d’étude par gradients multiples

Dans certains cas, il peut également être utile de comparer les gradients de référence à ceux qui sont exposés à l’effluent de la mine de métaux, en particulier lorsqu’un gradient environnemental concomitant masque un gradient d’exposition à l’effluent dans la zone exposée. En utilisant un plan par gradients multiples (voir diagrammes d et e de la figure 4-3), il devient possible d’effectuer une comparaison statistique entre le gradient d’une zone exposée et un gradient environnemental similaire dans la zone de référence. Les gradients de référence devraient être aussi similaires que possible au gradient de la zone exposée pour ce qui est de la profondeur et de l’habitat. Une analyse de covariance permet de vérifier la présence éventuelle d’effets liés à l’effluent et d’éliminer l’influence du gradient environnemental concomitant.

Approche des conditions de référence

Le concept de base de l’approche des conditions de référence (ACR) consiste à établir une base de données biologiques et environnementales mesurées dans des sites présentant des conditions non perturbées (stations de référence). Cette base de données est utilisée pour élaborer des modèles prédictifs associant une série de variables environnementales à des conditions biologiques. Le modèle analyse ensuite un ensemble de variables environnementales mesurées dans une nouvelle station pour prévoir les conditions biologiques attendues dans cette station (c.-à-d. les conditions biologiques du groupe de stations de référence présentant des attributs environnementaux similaires). Une comparaison des conditions biologiques réelles à la nouvelle station avec les conditions prévues permet d’évaluer l’état de la nouvelle station.

L’application de l’ACR à l’étude d’un système perturbé réduit le besoin de trouver des stations de référence comparables à proximité, ce qui peut poser un problème avec certaines approches courantes. Avec l’ACR, au lieu d’avoir à trouver et à échantillonner des stations de référence situées en amont (système fluvial) ou dans une baie voisine (lac), il est possible d’utiliser un ensemble de stations de référence biologiquement comparables choisies dans une base de données existantes pour évaluer une station exposée. Dans la mesure où elle est mise à jour régulièrement, cette base de données peut être utilisée dans le cadre de plusieurs étapes de l’ESEE.

La base de données sur les conditions de référence est établie au moyen d’un programme d’échantillonnage normalisé effectué à des échelles géographiques très diverses. Le même protocole d’échantillonnage de la communauté d’invertébrés benthiques est utilisé dans le plus grand nombre d’écorégions et d’ordres de cours d’eau ou de lacs possible à l’échelle d’un bassin hydrographique. Un certain nombre de variables environnementales sont mesurées durant l’échantillonnage des invertébrés. Les données recueillies sont soumises à une analyse multivariable à trois étapes dans le cadre de laquelle :

  1. un certain nombre de groupes d’invertébrés sont formés d’après la similarité de la structure des communautés;
  2. les données biologiques sont corrélées avec les variables environnementales, et un ensemble optimal de variables environnementales permettant de prédire la répartition dans les divers groupes est établi;
  3. la condition biologique des stations exposées est évaluée en utilisant l’ensemble optimal de variables environnementales pour prédire la répartition dans les divers groupes. La qualité de l’ajustement de la station exposée au groupe dans lequel elle a été assignée par le modèle détermine si elle diffère du groupe de référence et, le cas échéant, l’ampleur de cet écart. L’évaluation peut se faire soit en utilisant les variables décrivant la communauté, en déterminant si le site se trouve dans l’étendue de variation observée aux sites de référence (deux écarts-types [ET]), ou encore en utilisant des méthodes d’ordination pour déterminer si le site exposé se retrouve dans l’ellipse de probabilité à 95 % des sites de références jumelés.

Selon le moment et l’endroit où se déroule l’échantillonnage, la base de données ainsi constituée pourra également être utilisée pour effectuer des comparaisons par analyse de variance entre les zones de référence et les zones exposées.

Une fois la base de données établie, l’ACR peut être utilisée comme méthode d’évaluation biologique rapide et pour examiner des enjeux d’envergure nationale et locale à l’aide de la même base de données et du même logiciel. En raison de l’ampleur de l’effort d’échantillonnage requis au départ, l’application de cette approche à une seule mine de métaux située dans une région éloignée est peu possible, à moins qu’une base de données de référence existe déjà. Toutefois, son application peut être envisagée dans les régions comportant plusieurs industries (dont des secteurs industriels faisant l’objet d’une ESEE). Dans ces conditions, il peut être utile et rentable pour plusieurs usagers de collaborer à la constitution de la base de données de référence. Pour de plus amples renseignements sur l’ACR, voir Bailey et al. (2003).

Pour aider l’industrie à localiser des sites de référence propices au Programme d’ESEE, l’Unité conjointe d’écologie d’eau douce de l’Université Laurentienne a dirigé le réseau de biosurveillance par l’ACR des invertébrés benthiques du nord de l’Ontario (Northern Ontario RCA Network). Pour en savoir plus sur ce réseau, veuillez consulter le site Web suivant (en anglais seulement).

Le Réseau canadien de biosurveillance aquatique (RCBA) est un programme de collaboration mis sur pied et maintenu par Environnement Canada qui vise à établir un réseau de sites de référence en utilisant l’approche des conditions de référence. Tous les utilisateurs intéressés à évaluer la santé biologique des eaux douces du Canada peuvent accéder à cette information. Pour en savoir plus sur le RCBA, veuillez consulter son site Web.

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Tableau 4-1 : Plans d’études recommandés pour l’échantillonnage (description longue)
Type de planMilieu récepteurZone de référence (contrôle)Zone exposée
(impact)
Méthode statistique
Contrôle-impact (C-I)
Figure 4-2
Cours d’eau ou lacs homogènes ou estuaires de faible salinité.Une seule zone de référence en amont du point de rejet final de l’effluent de la mine de métaux.Zone fortement exposée (des zones exposées sont ajoutées pour l’étude de l’ampleur et de la portée géographique).ANOVA
Contrôle-impact multiple (C-IM)
Figure 4-2d, e, f
Cours d’eau ou lacs à rives homogènes, estuaires et zones côtières homogènes.Zones de référence multiples dans un même bassin hydrologique ou une même baie, ou dans un bassin ou une baie adjacents similaires.Zone fortement exposée (des zones exposées sont ajoutées pour l’étude de l’ampleur et de la portée géographique).ANOVA
Avant-après-contrôle-impact (BACI)Les mêmes que ceux des plans contrôle-impact et contrôle-impact multipleLes mêmes que celles des plans contrôle-impact et contrôle-impact multiple, mais des données sont recueillies avant et après le rejet de l’effluentLes mêmes que celles des plans contrôle-impact et contrôle-impact multiple, mais des données sont recueillies avant et après le rejet de l’effluentANOVA
Gradient linéaire (GL)
Figure 4-3a, b
Cours d’eau ou lacs présentant des contraintes géographiques, estuaires étroits, non homogènes ou baies marines, bras de mer ou fjords présentant des contraintes géographiques.Série de stations de référence non exposées ou faiblement exposées à l’effluent et situées vers la fin d’un gradient décroissant d’exposition
à l’effluent de la mine de métaux.
Gradient unique décroissant de la concentration de l’effluent dans le milieu récepteur.Régression/
ANCOVA
Gradient radial (GR)
Figure 4-3c
Lacs, baies marines ouvertes non homogènes et zones côtières.Comme ci-dessus, mais les stations sont situées vers l’extrémité de plusieurs gradients radiaux.Comme ci-dessus, mais les gradients sont répétés de façon radiale.Comme ci-dessus
Gradients multiples (GM)
Figure 4-3d, e
Lacs ou cours d’eau,

Baies marines ouvertes non homogènes ou zones côtières.
Série de stations de référence non exposées à l’effluent, réparties le long d’un transect suivant un gradient environnemental comparable à celui observé dans la zone exposée.Gradient de concentrations d’effluent de plus en plus faibles et gradient environnemental concomitant dans le milieu récepteur.ANCOVA, les transects de référence et exposés considérés comme groupes de traitement.
Approche des conditions de référence (ACR)
Figure 4-4
Cours d’eau ou lacs, en particulier pour les projets d’études conjoints ou lorsqu’une base de données sur les conditions de référence existe.Séries multiples de stations de référence non exposées ou faiblement exposées à l’effluent situées dans des bassins hydrographiques similaires, à l’intérieur d’une même écorégion.Série de stations situées dans la zone exposée, comparées individuellement à la distribution des stations de référence.Analyse multivaria-ble/ANOVA (si possible)

Note : les données recueillies suivant l’un ou l’autre des plans ci-dessus peuvent être soumises à des analyses multivariables afin de distinguer des tendances (c.-à-d. sans tests d’hypothèses) qui peuvent être utiles pour déterminer des zones potentiellement préoccupantes.

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Figure 4-1 : Exemples de l’échelle  spatiale d’une zone, d’une station répétée et d’un sous-échantillon de terrain pour  un plan d’étude de type contrôle-impact

Figure 4-1 : Exemples de l’échelle spatiale d’une zone, d’une station répétée et d’un sous-échantillon de terrain pour un plan d’étude de type contrôle-impact (description longue)

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Figure 4-2 : Plans d’étude  contrôle-impact

Figure 4-2 : Plans d’étude contrôle-impact (description longue)

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Figure 4-3 : Plans d’étude par  gradients

Figure 4-3 : Plans d’étude par gradients (description longue)

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Figure 4-4 : Approche des conditions de référence

Figure 4-4 : Approche des conditions de référence (description longue)

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4.3.6 Répartition des zones de référence et des zones exposées selon les phases de l’ESEE

La répartition des zones de référence et des zones exposées dépend du plan d’étude choisi et de la phase du Programme d’ESEE.

Lors de la phase 1, l’objectif consiste à déterminer si l’effluent d’une mine de métaux a des effets sur la communauté d’invertébrés benthiques de la zone fortement exposée à l’effluent, où la présence d’un effet est le plus vraisemblable. Cette restriction spatiale de l’examen a pour objectif de concentrer l’effort d’échantillonnage dans une perspective de rentabilité. Cet objectif devrait sous-tendre le choix du plan d’étude et la répartition des zones de référence et des zones exposées.

Pour les phases subséquentes, les objectifs sont de confirmer les résultats, de détecter les changements et de recueillir des données de suivi des tendances. Comme ces objectifs visent une échelle géographique semblable à celle de la phase 1, les critères de sélection des zones de référence et exposées devraient être les mêmes. Toutefois, comme pour tout programme de surveillance continue, le caractère adéquat de la sélection des zones de référence et exposées doit être réévalué au fur et à mesure que de nouvelles données sont acquises.

En ce qui concerne l’ampleur et la portée géographique, l’objectif consiste à déterminer l’étendue spatiale des effets détectés antérieurement. L’échantillonnage devrait donc être mené dans des zones exposées plus éloignées du point de rejet de l’effluent, jusqu’à ce que les conditions redeviennent similaires à celles des zones de référence. La répartition spatiale des multiples zones et stations exposées dépend du plan d’échantillonnage choisi. Si un facteur de confusion est détecté dans la zone peu exposée à l’effluent avant que les conditions redeviennent similaires à celles observées dans les zones de référence et si ce facteur ne peut être éliminé par une modification du plan d’étude (tableau 4-1), alors la zone exposée ne devrait pas s’étendre au-delà du point où le facteur de confusion a été détecté. D’autres plans d’étude ou méthodes efficientes peuvent également être appliqués (voir le chapitre 9 et le tableau 4-1).

En outre, durant l’examen des données de suivi, l’acceptabilité des zones de référence échantillonnées au cours des suivis précédents doit être réévaluée aux fins de l’étude de l’ampleur et de la portée géographique. La nouvelle portée géographique pourrait couvrir de nouveaux habitats, tels que des cours d’eau ou des lacs d’un ordre plus élevé. Si ces nouveaux habitats n’étaient pas représentés dans les zones de référence utilisées durant les suivis précédents, une réévaluation de l’acceptabilité de ces dernières sera nécessaire. L’ajout de zones de référence devrait également être envisagé si cette mesure permet d’établir un meilleur équilibre entre le nombre de zones de référence et le nombre de zones exposées.

Si les suivis antérieurs ont été menés avec l’ACR, il peut ne pas être nécessaire d’accroître le nombre de zones de référence (dans la mesure où elles représentent adéquatement les types d’habitat), mais il est recommandé d’en rééchantillonner un certain nombre afin de déterminer les effets de la variation temporelle naturelle.

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4.3.7 Sélection d’habitats pertinents sur le plan écologique

4.3.7.1 Directives générales pour la sélection des habitats

Les habitats les plus représentatifs au plan écologique devraient être échantillonnés dans les zones exposées, et des habitats similaires doivent être repérés et échantillonnés dans les zones de référence. Les questions suivantes doivent orienter la sélection des types d’habitat appropriés :

  • Quel type d’habitat est proportionnellement le plus important dans la zone exposée?
  • Quel habitat, en l’absence de toute influence anthropique, abrite les plus riches assemblages d’invertébrés (diversité des invertébrés benthiques) à l’intérieur de la zone d’étude?
  • Dans quel habitat les invertébrés sont-ils plus susceptibles d’être exposés de façon prolongée aux contaminants présents dans les sédiments ou dans l’eau?
  • Existe-t-il des données historiques pour un habitat donné?

Il faut d’abord échantillonner l’habitat qui couvre la plus grande superficie de la zone exposée. Toutefois, d’autres facteurs peuvent justifier la sélection d’un autre habitat plus circonscrit. Ainsi, il peut être plus important, au plan écologique, d’échantillonner des habitats très sensibles et plus diversifiés, même s’ils couvrent une plus faible superficie de la zone à l’étude. Par exemple, dans les cours d’eau, les rapides peuvent abriter un assemblage diversifié d’espèces présentant des sensibilités fort diverses aux changements de la qualité de l’eau. En conséquence, la communauté de cet habitat risque de présenter des changements de plus forte amplitude que les communautés moins riches en espèces. En revanche, la faune des zones de sédimentation, bien qu’elle soit généralement moins riche au plan taxinomique, présente un intérêt pour les études de suivi biologique, car elle pourrait être directement exposée pendant des périodes plus longues aux contaminants dans les sédiments. La réaction des communautés des zones de sédimentation à la présence de contaminants pourrait donc être différente de celle des communautés plus sensibles, mais moins exposées, vivant dans les rapides. Pour de plus amples informations sur la sélection des habitats dans les cours d’eau, veuillez consulter Cuffney et al. (1993), Plafkin et al. (1989) et Meador et al. (1993).

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4.3.7.2 Sélection des habitats pour le Programme d’ESEE

Le choix des habitats en vue de l’échantillonnage dépend des caractéristiques propres àchaque site. La décision d’échantillonner plus d’un habitat important au plan écologique au cours d’une même étude dépend de la phase du Programme d’ESEE.

Pour la phase 1 ainsi que les phases subséquentes, l’objectif est d’établir si l’effluent a des effets sur la communauté d’invertébrés benthiques; par conséquent, l’habitat où ces effets sont les plus susceptibles de se manifester devrait être échantillonné. S’il est établi que plus d’un habitat est important au plan écologique, l’effort devrait être accru pour échantillonner tous ces habitats durant l’évaluation de l’ampleur et de la portée géographique. Cette façon de faire permet de réduire le risque de ne pas détecter d’effets dans un habitat sensible ou la nécessité d’étendre l’étude à de nouveaux habitats durant les études subséquentes. Il peut être rentable d’accroître l’effort d’échantillonnage durant la même visite sur le terrain afin d’examiner certaines questions à propos de l’ampleur et la portée géographique des effets.

L’ajout de types d’habitat écologiquement importants ne devrait pas entraîner une réduction de l’effort d’échantillonnage dans l’habitat dominant. Pour la plupart des études de suivi biologique, la décision de restreindre l’échantillonnage à un seul habitat vise à réduire la variabilité inhérente à l’échantillonnage de substrats naturels. Cette variabilité ne ferait qu’augmenter si le même effort d’échantillonnage était étendu à plusieurs habitats différents.

En ce qui concerne la détermination de l’ampleur et de la portée géographique, les habitats les plus importants sur le plan écologique dans les zones exposées doivent être échantillonnés, et des habitats similaires doivent être repérés et échantillonnés dans les zones de référence. La détermination du nombre et des types d’habitat à échantillonner est fondée sur les résultats des suivis précédents, les caractéristiques particulières de chaque site et les objectifs de l’étude de l’ampleur et de la portée géographique. Par exemple, pour déterminer la portée géographique d’un effet observé, il peut être important d’échantillonner des habitats additionnels comme des cours d’eau ou des lacs d’un ordre supérieur. En revanche, si une réponse à l’effluent n’a été observée que dans un seul des types d’habitats échantillonnés lors des suivis précédents, l’échantillonnage durant l’étude de détermination de l’ampleur et de la portée géographique pourrait cibler ce type d’habitat.

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4.3.7.3 Sélection des habitats marins et estuariens

En milieu marin ou estuarien, l’échantillonnage peut se dérouler soit dans des habitats de sédimentation, soit dans des habitats d’érosion. De plus, la décision d’échantillonner des substrats intertidaux plutôt que des substrats infralittoraux dépendra du milieu récepteur qui est approprié et de la possibilité d’obtenir des échantillons utiles. Les questions suivantes orientent la sélection des types d’habitat en milieu marin ou estuarien :

  • Quels habitats est-il possible d’échantillonner?

L’habitat qui occupe la plus vaste superficie et qui risque le plus de subir les effets de l’effluent devrait être sélectionné. Toutefois, la sélection des habitats principaux est faite, en partie, en fonction de la faisabilité de l’échantillonnage. Par exemple, l’échantillonnage des invertébrés benthiques risque d’exiger des moyens techniques très lourds si l’habitat principal est un escarpement rocheux vertical qui plonge à une profondeur de 300 m immédiatement sous l’émissaire de l’effluent. L’échantillonnage serait également difficilement faisable si l’habitat principal est situé dans la zone intertidale et consiste en une falaise rocheuse escarpée balayée par de fortes vagues et exposée aux vents ou aux accumulations de glace. Par ailleurs, lorsque plusieurs habitats appropriés sont disponibles, un choix doit être fait. Dans certains cas, on pourra décider d’échantillonner plus d’un habitat (plan par gradient radial ou plan similaire). Les habitats à substrats mous devraient être choisis de préférence, puisqu’on peut généralement y utiliser des méthodes plus quantitatives.

  • Quel est l’habitat le plus actif ou « important » au plan biologique?

Lorsque le milieu infralittoral le plus exposé à l’effluent est constitué à la fois de sédiments consolidés et non consolidés, il est possible d’échantillonner les deux types de sédiments ou de se limiter à un seul. Tout bien considéré, les sédiments non consolidés se prêtent plus facilement à un échantillonnage quantitatif. Toutefois, s’il apparaît évident que la couche superficielle (10 premiers centimètres; ou la profondeur de pénétration de l’appareil d’échantillonnage) d’un substrat composé de sable grossier n’abrite pratiquement aucun macro-organisme alors que le récif rocheux voisin est extrêmement riche et abrite un grand nombre d’espèces de poissons, c’est ce dernier habitat qui est le plus « actif » et qui devrait être choisi. De la même façon, si un des principaux types d’habitats directement exposés à l’effluent de la mine de métaux abrite une importante ressource halieutique, il pourra être jugé comme étant le plus important au plan biologique.

  • L’habitat pertinent sur le plan écologique peut-il être « classifié » en fonction d’un type physique reconnu et d’espèces caractéristiques?

Les systèmes de classification des habitats ont été décrits et étudiés par de nombreux chercheurs et peuvent être utiles pour comparer les facteurs biotiques « attendus » aux facteurs biotiques réels observés au voisinage de la mine de métaux. Parmi les travaux applicables au milieu marin, mentionnons un document détaillé préparé à l’intention du ministère des Pêches et des Océans pour la délimitation du détroit de Georgia, le long de la côte ouest du Canada et du nord ouest des États-Unis (Watson, 1997). Des informations utiles sur la classification des habitats littoraux marins et des zones côtières profondes du monde sont fournies par Frith et al. (1993), Booth et al. (1996), Robinson et Levings (1995), Hay et al. (1996) et Robinson et al. (1996). La classification des milieux estuariens a été plus particulièrement étudiée par Matthews (1993), Scott et Jones (1995), Finlayson et van der Valk (1995) et Levings et Thom (1994). Aux États-Unis, le système le plus couramment utilisé est celui de Cowardin et al. (1979) et de Cowardin et Golet (1995), avec des améliorations proposées par divers autres auteurs.

  • Du fait de la profondeur à laquelle il est rejeté ou de sa flottabilité, l’effluent risque-t-il d’influer davantage sur les zones intertidales ou infralittorales?

Si l’effluent est rejeté dans une zone intertidale et demeure principalement dans cette zone, c’est cette dernière qui devrait être retenue aux fins de l’échantillonnage. Toutefois, si l’effluent touche à la fois des habitats de la zone intertidale et de la zone infralittorale, on retiendra de préférence l’habitat infralittoral puisque les incidences sur les poissons y seront vraisemblablement plus importantes. Lorsque la situation s’y prête, les deux types d’habitats peuvent être échantillonnés. Il faudrait également prendre en compte les fluctuations saisonnières de la colonne d’eau, car celles-ci peuvent avoir des effets sur les zones intertidales.

  • Quel type d’habitat occupe la plus grande superficie de la zone à l’étude?

Dans bien des cas, les substrats des habitats côtiers sont constitués d’un mélange de limon, de sable, de gravier et de roches. Dans les baies situées près de l’embouchure d’un cours d’eau, une accumulation de sédiments sablonneux ou limoneux est généralement observée. Les sédiments des zones d’étude estuariennes sont généralement constitués en large partie de substrats meubles provenant des rivières. Si les proportions d’habitats de sédimentation et d’érosion s’équivalent, il serait préférable d’effectuer l’échantillonnage dans les habitats de sédimentation, puisque c’est là que les substances rejetées dans l’effluent de la mine de métaux s’accumulent habituellement et que les effets néfastes risquent le plus de se manifester. Les substrats des zones d’érosion ont tendance à être « nettoyés » ou « récurés » par l’action du courant ou des vagues ou par l’érosion par la glace.

Cependant, si la proportion des milieux à substrats consolidés est largement supérieure à celle des substrats non consolidés, ou si les sédiments charriés par l’effluent de la mine de métaux ont commencé à se déposer le long d’une côte rocheuse autrefois non contaminée, il pourrait être préférable de choisir ce type d’habitat aux fins de l’échantillonnage.

  • Existe-t-il des facteurs de confusion susceptibles d’influer sur les communautés d’invertébrés benthiques?

L’utilisation des communautés d’invertébrés benthiques présentes dans les zones d’échantillonnage soumises à des facteurs de confusion d’origine naturelle ou anthropique pour interpréter les effets d’une mine de métaux pose des problèmes et devrait, de toute évidence, être évitée. Par exemple, si des substrats consolidés et non consolidés sont présents, un seul de ces types de substrat peut se trouver hors de la zone d’influence des facteurs de confusion. Les effets saisonniers ou continus du gel ou de l’érosion par la glace constituent une source de facteur de confusion particulièrement importante dans les régions arctiques, en particulier dans les zones intertidales et infralittorales. Ces facteurs peuvent perturber considérablement les communautés de surface.

  • Quel est le milieu touché par les rejets en zone infralittorale?

De toute évidence, c’est le milieu le plus exposé à l’effluent qui devrait être retenu aux fins de l’échantillonnage et qui déterminera le plan d’échantillonnage retenu. Dans un estuaire, si le rejet s’effectue à la surface et si la surface est composée d’une couche importante et permanente d’eau douce avec un faible apport d’eau salée en profondeur à marée haute, l’habitat dominant à échantillonner devrait se trouver en aval de la mine de métaux. Toutefois, si l’apport d’eau salée résultant de l’action des marées est important, l’échantillonnage devrait être effectué en amont et en aval de la mine de métaux. Un grand nombre d’autres facteurs de ce type doivent être pris en compte, et dans ces cas, il faut recueillir des informations détaillées en vue de mieux caractériser les habitats et la dispersion de l’effluent.

En résumé, lorsque plusieurs habitats se prêtent à l’échantillonnage, il est premièrement recommandé d’échantillonner les habitats infralittoraux, car ceux-ci présentent habituellement une diversité faunique plus élevée et les organismes y sont moins répartis par îlots que dans les habitats intertidaux, les conditions y étant moins extrêmes ou rigoureuses. Ces caractéristiques sont particulièrement évidentes dans l’Arctique, où les conditions hivernales extrêmement rigoureuses peuvent entraîner l’élimination de la plupart des organismes à espérance de vie plus longue qui intègrent habituellement les effets des contaminants de façon plus évidente. Deuxièmement, la préséance devrait être accordée aux zones de sédimentation, particulièrement dans les zones infralittorales, car l’échantillonnage y présente moins de difficultés et permet l’utilisation de méthodes plus quantitatives. De plus, les contaminants s’accumulent habituellement dans les zones de sédimentation, alors qu’ils ne le font généralement pas dans les zones d’érosion.

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4.3.8 Sélection des saisons d’échantillonnage pertinentes sur le plan écologique

4.3.8.1 Directives générales pour la sélection des saisons d’échantillonnage

Toutes les études des communautés d’invertébrés benthiques devraient se dérouler durant les saisons les plus pertinentes sur le plan écologique. L’échantillonnage devrait se tenir durant une période de rejet de l’effluent et après que le milieu récepteur a été exposé à l’effluent pendant une période suffisante, durant laquelle on peut raisonnablement s’attendre à ce que des effets se produisent (en général de trois à six mois).

La période de l’année à choisir de préférence devrait être celle durant laquelle la diversité biologique est maximale, car cette période correspond aux cycles saisonniers de recrutement des organismes benthiques (généralement liés au climat et à l’abondance de nourriture). De nombreux insectes dont le cycle biologique comporte un stade aquatique se reproduisent au printemps et à l’automne. D’autres, cependant, produisent plusieurs cohortes durant la période de l’année où les plans d’eau sont libres de glace. Dans de nombreux habitats lotiques, l’échantillonnage est effectué en automne (septembre-octobre), alors que la plupart des taxons sont présents ou ont atteint une taille suffisante pour être récoltés à l’aide de l’équipement d’échantillonnage et que les régimes d’écoulement sont favorables. Dans les grands lacs où les communautés benthiques sont souvent dominées par les annélides, les crustacés et les mollusques, les périodes d’émergence des insectes et les régimes hydrologiques jouent un rôle moins important dans la détermination du calendrier d’échantillonnage (Rosenberg et Resh, 1993).

Si des données historiques sur la communauté d’invertébrés benthiques existent pour le système à l’étude, il peut être utile d’examiner ces données et, le cas échéant, de procéder à des échantillonnages pendant les mêmes périodes à des fins de comparaisons. Parmi les autres facteurs qui sont susceptibles d’influer sur le choix de la période d’échantillonnage, mentionnons les fluctuations saisonnières du débit (en particulier les débits d’étiage et de crue), le gel et l’érosion par la glace, les cycles de rejets de la mine de métaux, le type d’équipement d’échantillonnage choisi, la faisabilité de l’échantillonnage et la sécurité du personnel sur le terrain. Il faut éviter les périodes où il n’y a pas de rejet d’effluent. La détermination du calendrier d’échantillonnage exige une bonne connaissance des fluctuations saisonnières et du cycle vital des organismes benthiques ainsi que de l’évolution du régime hydrologique du système étudié. Rosenberg et Resh (1993), Johnson et al. (1993), Rees (1984), Malley et Reynolds (1979), Barber et Kevern (1974) et Jonasson (1955) fournissent des indications utiles pour le choix de la période d’échantillonnage.

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4.3.8.2 Sélection de la saison d’échantillonnage pour les phases du Programme d’ESEE

Il est recommandé de restreindre l’échantillonnage à une seule saison, à moins que les données existantes révèlent l’existence de plus d’une période critique pour la communauté d’invertébrés benthiques du bassin à l’étude. Comme cette saison d’échantillonnage sera retenue au cours des études subséquentes, il est important de prendre cette décision après avoir examiné toutes les données existantes propres au site concernant les cycles vitaux des taxons présents et les régimes hydrologiques.

De même, la saison d’échantillonnage adoptée aux fins de la détermination de l’ampleur et de la portée géographique devrait être la même que celle choisie pour les suivis antérieurs, à moins que l’examen des données existantes justifie la modification du calendrier d’échantillonnage pour des raisons scientifiques ou logistiques. En outre, l’ajout de saisons peut être indiqué pour évaluer l’ampleur de la réponse de la communauté d’invertébrés benthiques. Par exemple, si l’échantillonnage se fait lorsqu’un stade du cycle vital d’un invertébré donné est absent, il peut être nécessaire d’ajouter une saison d’échantillonnage pour évaluer si des effets sont présents chez cet invertébré. Les bivalves, par exemple, ne sont pas facilement échantillonnés en automne. Or, l’automne est une période critique pour de nombreux autres invertébrés. Dans ce cas, une saison pourrait être ajoutée au programme de suivi, et le plan d’échantillonnage adapté pour résoudre ce problème propre au site (activité additionnelle d’échantillonnage en été à l’aide de méthodes spécialement conçues pour les bivalves).

Pour la plupart des zones estuariennes et marines, l’échantillonnage peut se dérouler n’importe quand entre le printemps et le milieu de l’automne. Pour les milieux marins situés en zones tempérées, l’échantillonnage des invertébrés benthiques est habituellement réalisé à la fin de l’été ou à l’automne, car de nombreux organismes benthiques comportent un stade larvaire planctonique qui n’atteint pas le fond avant cette période. En outre, les populations dont le recrutement se produit au printemps se sont alors stabilisées. Dans l’Arctique, l’échantillonnage est normalement réalisé à la fin de l’été ou le début de l’automne, lorsque la longue durée d’éclairement et les températures plus chaudes ont permis à la flore et à la faune de croître et de se développer, et que la surface de la mer est encore libre de glace. En général, la période de reproduction et les fluctuations de l’abondance des organismes benthiques sont liées au cycle des marées, aux saisons et à l’abondance de la nourriture.


4.4 Aspects statistiques pour les plans d’étude

Des directives générales relatives aux aspects statistiques (p. ex., sélection des valeurs de a et de b et détermination de l’effort d’échantillonnage) sont présentées au chapitre 8. La présente section fournit des directives précises sur les statistiques appliquées aux invertébrés benthiques, notamment l’effort d’échantillonnage et l’utilisation d’ellipses de probabilité dans l’espace d’ordination pour l’ACR. En outre, on indique comment déterminer le nombre de sous-échantillons de terrain à prendre à une station donnée et comment utiliser les données tirées de ces sous-échantillons pour améliorer les futurs plans d’étude.

Il convient ici de rappeler que, bien que l’ACR puisse être utilisée pour présenter les résultats de l’étude de la communauté d’invertébrés benthiques, les mines de métaux doivent aussi soumettre l’information relative aux critères d’effets qui sont prescrits par le REMM (voir section 4.9).

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4.4.1 Détermination de l’effort d’échantillonnage pour l’ACR

Lorsque l’approche des conditions de référence est utilisée, la question de la répétition est différente. La répétition est appliquée à l’échelle de la station et, puisque que la variation à l’intérieur d’une station est souvent nettement inférieure à la variation entre les stations, des échantillons individuels sont prélevés à chaque station, et la variation entre les stations est utilisée pour décrire les conditions de référence. Le nombre de réplicats de référence est déterminé par le nombre de stations dans le groupe auquel la station exposée appartient selon la prévision de l’ACR. Ce nombre est déterminé au moment de la formation des groupes de stations de référence, lors de la classification initiale (voir la section 4.3.5), mais il a été établi à au moins 10 stations. La variation entre les stations de référence formant le groupe de référence détermine l’erreur de type I, fixée à 0,1 à l’aide d’une ellipse de probabilité de 90 %. Comme cette approche prévoit la comparaison de stations exposées individuelles à des stations de référence multiples (minimum de 10), il est impossible d’établir la valeur de l’erreur de type II, qui nécessite une estimation de la variance associée à une station unique. Une autre façon de faire consiste à prélever plus d’un échantillon à la station exposée, mais ce procédé renseigne sur la variation à l’intérieur de chaque station, et non pas sur celle qui existe entre les stations. Il est clair que l’erreur de type II associée à la station ne peut être déterminée avec une seule station exposée. Les analyses de puissance décrites ci-dessus ne conviennent donc pas au plan ACR. Par conséquent, les études menées selon ce plan doivent être conçues de manière à permettre une détermination exacte et précise des conditions de référence et à ainsi accroître la probabilité de détecter les éventuels écarts par rapport aux conditions de référence dans les stations exposées.

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4.4.2 Détermination de l’effort d’échantillonnage pour le sous-échantillonnage sur le terrain

Le prélèvement de sous-échantillons multiples à chaque station répétée vise à faire en sorte que l’effort d’échantillonnage permette d’obtenir une estimation juste des différentes variables à l’étude (p. ex., nombre de taxons, densité, etc.) pour chacune des stations échantillonnées. Cette approche est nécessaire parce que la répartition des espèces peut ne pas être homogène à l’intérieur d’une station (dont les dimensions sont largement supérieures à celles du dispositif d’échantillonnage utilisé). Un sous-échantillonnage inadéquat : 1) fournit une estimation peu précise de la vraie moyenne à chaque station et 2) peut contribuer à gonfler l’estimation de la vraie variance entre les stations et, par le fait même, à réduire la puissance des analyses.

Par conséquent, la répartition des sous-échantillons de terrain à l’intérieur de chaque station répétée dépend des deux facteurs interdépendants suivants (voir ci-dessous), qui doivent être pris en considération dans tout exercice de conception d’un plan d’échantillonnage des invertébrés benthiques. Toutefois, en l’absence d’informations existantes, il est recommandé de prélever au moins trois sous-échantillons à chaque station.

1. Relation entre l’abondance (ou la densité) et le degré d’agrégation des organismes et le niveau de précision souhaitée pour les estimations à chaque station.

Pour une station donnée, le nombre de sous-échantillons de terrain doit être suffisant pour fournir une moyenne et une variance attestant de la capture d’un nombre représentatif d’organismes (voir la synthèse de Burd et al., 1990). Plus le degré d’agrégation d’une communauté s’élève, plus la variance de l’abondance moyenne augmente dans chaque station répétée. Elliott (1977) et Holme et McIntyre (1984) ont proposé la même méthode simple de détermination du nombre de sous-échantillons requis pour obtenir un niveau prédéfini de précision. Selon Elliott (1977), un indice de précision (D) de 20 % (erreur type égale à 20 % de la moyenne) est acceptable pour la plupart des échantillons de benthos. Le nombre de sous-échantillons de terrain peut alors être déterminé à l’aide de l’équation suivante :

Equation

X = moyenne de l’échantillon
n = nombre de sous-échantillons de terrain
s2 = variance de l’échantillon
D = indice de précision (c.-à-d. 0,20)

Donc, pour déterminer le nombre de sous-échantillons de terrain (c.-à-d. nombre de coups de benne) qu’il faut prélever dans chaque station répétée pour obtenir une estimation avec un degré de précision de 20 %, il est possible d’utiliser les données disponibles pour calculer la moyenne et la variance et, ainsi, le nombre approprié de sous-échantillons de terrain. Ce nombre peut varier d’un site à l’autre, en réponse aux changements du rapport de la moyenne à la variance. Il est donc recommandé de calculer le nombre de sous-échantillons pour les sites qui présentent la plus grande variabilité et d’appliquer les valeurs obtenues à toutes les zones, de manière à uniformiser l’effort d’échantillonnage. Cette recommandation prudente fournit des estimations plus précises dans les habitats plus homogènes, mais elle permet d’uniformiser l’effort d’échantillonnage entre les zones et les stations répétées. Il faut en outre noter que dans le cas des populations agrégées, bien que la moyenne globale ne devrait pas varier, selon l’échelle d’agrégation par rapport à la taille de l’échantillonneur, la variance varie en fonction de la taille de l’échantillonneur. Par conséquent, les estimations de la taille de l’échantillon fondées sur des données préliminaires ne sont pertinentes que pour un programme qui utilise un échantillonneur du même type et de la même taille que celui qui a servi à la collecte des données préliminaires. Lorsqu’il est impossible de déterminer l’effort d’échantillonnage à partir des données d’une phase antérieure de l’étude, le dénombrement des organismes dans les sous-échantillons prélevés dans le cadre de l’étude en cours au moment de leur traitement et le calcul des moyennes et des variances permettent de déterminer le nombre d’échantillons qui doivent être traités en laboratoire. Toutefois, cette approche a posteriori suppose qu’un nombre suffisant d’échantillons ont été prélevés sur le terrain, ainsi, l’effort consacré au calcul de la taille de l’échantillon a priori à l’intérieur d’une station répétée devrait minimiser les problèmes causés par un effort d’échantillonnage insuffisant.

Une autre approche utilise l’abondance et la variance pour déterminer l’effort de sous-échantillonnage et la précision et peut être utilisée pour déterminer le nombre de sous-échantillons de terrain à prélever à chacune des stations répétées. Cette méthode est fondée sur la relation qui existe entre l’abondance moyenne à une station donnée et la variance entre toutes les stations répétées dans la zone ou le long du gradient à l’étude. Downing (1979, 1986) a utilisé la loi de puissance de Taylor (1961) pour estimer le degré d’agrégation dans une communauté d’invertébrés benthiques dulcicoles et ainsi déterminer l’effort d’échantillonnage requis pour réduire la variance à un niveau acceptable. Il faut en effet un nombre donné d’organismes dans chaque station répétée pour estimer avec la précision requise l’abondance moyenne à partir de l’échantillon. Vézina (1988) a utilisé la même méthode pour déterminer empiriquement le degré d’agrégation de communautés benthiques marines. L’équation de régression de la puissance décrivant la relation entre le logarithme de l’abondance moyenne à une station donnée et le logarithme de la variance entre toutes les stations donne une formule qui est ensuite utilisée pour déterminer la variance estimée attendue pour une abondance donnée d’organismes dans la région visée par l’étude. Avec cette formule, la variance estimée pour chaque valeur d’abondance moyenne à chaque station répétée est calculée et est ensuite utilisée, comme l’a fait Elliott (1977), pour estimer le nombre de sous-échantillons à prélever à cette station répétée. Les méthodes d’Elliott (1977) et de Downing (1979) se distinguent par le fait que la variance utilisée dans l’équation pour déterminer le nombre de sous-échantillons de terrain est fondée, dans le premier cas, sur la variance de l’échantillon et, dans le deuxième cas, sur la variance calculée pour la moyenne de l’échantillon à partir de l’équation de régression de la puissance pour tous les échantillons de la région étudiée. En outre, l’indice d’agrégation (pente) de l’équation de régression de la puissance peut ensuite être utilisé pour déterminer la transformation de données la plus appropriée aux fins des analyses statistiques paramétriques. Malheureusement, cette méthode présume que l’agrégation est uniforme dans toute la région d’étude, ce qui n’est pas nécessairement le cas lorsqu’un agent de stress environnemental externe intervient. Toutefois, la qualité de l’ajustement des données de moyenne et de variance à l’équation de régression logarithmique fournit une bonne indication du degré de validité de l’hypothèse d’agrégation homogène. Le cas échéant, les valeurs aberrantes doivent être exclues de l’analyse afin d’éviter une distorsion des résultats. Comme le degré d’agrégation des communautés benthiques peut varier sous l’influence de changements des conditions environnementales d’origine naturelle ou anthropique, il est conseillé d’examiner la relation qui existe entre la moyenne et la variance chaque fois qu’on procède à un échantillonnage du benthos. Enfin, il convient de noter que « l’équation de régression de puissance » utilisée ici pour le calcul du nombre de sous-échantillons de terrain ne présente aucun lien avec les analyses de puissance servant à déterminer le nombre de stations répétées (voir les sections précédentes).

2. Relation entre le nombre et la distribution des différentes espèces et la représentativité des échantillons.

Pour vérifier si le nombre d’espèces échantillonnées est suffisant, il est possible d’utiliser des méthodes simples de raréfaction comme la « courbe de l’abondance des espèces » ou la courbe des espèces en fonction de la superficie d’échantillonnage (voir Burd et al., 1990), lesquelles comparent le nombre d’espèces obtenu au nombre de spécimens pour différents nombres de répétitions groupées. Cette analyse est particulièrement importante dans les régions arctiques, où la diversité peut être élevée, mais seulement à une échelle spatiale dépassant largement la portée de l’échantillonnage. En d’autres mots, le nombre d’espèces par rapport à l’abondance est élevé, mais l’abondance est passablement faible. La même situation peut également se présenter en haute mer. En raison des hypothèses inhérentes à la distribution des organismes sous-entendues dans le cas des courbes logarithmiques d’abondance des espèces, la méthode fondée sur la courbe de la similarité en fonction de la superficie échantillonnée, qui utilise des indices de similarité calculés avec des données de présence/absence afin de déterminer l’effort d’échantillonnage requis pour obtenir un degré de similarité globale acceptable de la faune entre les stations répétées, apparaît mieux adaptée à la situation (Weinberg, 1978; Kronberg, 1987).

Si les données préliminaires font défaut ou ne permettent pas de déterminer le nombre de sous-échantillons de terrain requis pour obtenir une collection représentative d’espèces, une vérification très simple de l’effort d’échantillonnage peut être effectuée. S’il est estimé qu’un nombre X d’échantillons par station répétée suffit pour atteindre l’objectif de qualité des données visant à récupérer 95 % des espèces benthiques présentes à n’importe quelle des stations répétées, des échantillons supplémentaires peuvent être recueillis et analysés dans quelques stations choisies. La détermination de la diversité maximale obtenue à l’aide de ces échantillons supplémentaires permettra d’établir si le nombre initial d’échantillons suffisait pour atteindre l’objectif de 95 % (à l’aide d’une courbe espèces/superficie).

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4.4.3 Utilisation d’ellipses de probabilité pour les plans ACR

Dans le cadre d’une vaste étude sur la qualité de l’eau des cours d’eau réalisée au Royaume-Uni en 1990, un certain nombre de méthodes permettant de circonscrire le continuum de réponses en une série de bandes représentant les niveaux de qualité biologique ont été élaborées (Clarke et al., 1992). Cette étude a fourni une représentation simplifiée du continuum de réponses dans des sites présentant une qualité biologique allant d’élevée à faible. Cette approche était considérée comme un mécanisme approprié pour obtenir un constat de la qualité biologique et établir des comparaisons générales dans le temps et l’espace utiles à des fins de gestion. Du point de vue de la gestion, il est souhaitable de pouvoir assigner un niveau de perturbation. À cette fin, il faut établir des catégories de réponse allant de faible à grave. Dans l’étude précitée (Clarke et al., 1992), un certain nombre de systèmes de classification des réponses ont été considérés et évalués. Le seuil entre les sites non stressés et stressés (bande A) a été fixé au seuil de probabilité de 90 % (écart-type [ET] = 1,64) pour le nombre de taxons et le score BMWP (Biological Monitoring Working Party) et à 95% pour le score moyen par taxon (« Average score per taxon », ou ASPT). En Australie, le seuil est fixé à 2 ET pour le nombre moyen de taxons au site de référence. Enfin, la valeur de 95 % est souvent retenue comme limite pour la détermination d’un effet biologique pour les données univariables et les descripteurs simples des communautés (Lowell, 1997). Au Royaume-Uni, Wright (1995) a distingué les différents niveaux de perturbation en quantifiant les seuils pour les sites stressés et non stressés à l’aide de trois bandes de dimensions égales. Selon Wright (1995), il n’y a aucune raison logique de choisir un autre système pour diviser le continuum de sites.

Une approche similaire peut être utilisée pour établir des niveaux d’impact à l’aide de méthodes d’ordination multidimensionnelle. L’assemblage d’invertébrés de référence peut être décrit d’après sa distribution dans un espace réduit, et l’assemblage de tout site donné peut être caractérisé par sa position dans cet espace bidimensionnel (X et Y) (figure 4-5). Plus la similarité entre les sites est grande, plus ils seront rapprochés l’un de l’autre dans cet espace XY. Si cette approche est utilisée pour déterminer la taille de l’effet pour un assemblage d’invertébrés, il faut positionner tous les sites de référence dans cet espace avec le site à l’étude. La probabilité que le site étudié soit comparable aux sites de référence est déterminée en traçant des ellipses de probabilité pour les sites de référence seulement. Reynoldson et al. (1995) ont choisi l’ellipse de probabilité de 90 % comme représentant la première bande, soit le seuil à partir duquel un site peut être considéré comme équivalent aux sites de référence. La justification du choix de cette ellipse plutôt que de l’ellipse de 95 %, plus courante, est fondée sur le fait que l’approche multivariable est plus bruyante que les mesures univariables; par conséquent, il a été jugé approprié d’adopter un seuil plus conservateur. Les sites dans l’espace réduit compris dans l’ellipse la plus petite (probabilité de 90 %) seraient considérés comme équivalents aux sites de référence et, de ce fait, non perturbés. Deux autres ellipses de probabilité (figure 4-5), de même largeur, sont utilisées pour raffiner l’examen des écarts par rapport aux sites de référence, en accord avec les arguments de Wright et ses collaborateurs (Clarke et al., 1992; Wright, 1995). Les sites compris entre l’ellipse la plus petite (90 %) et l’ellipse suivante (99 %) peuvent être considérés comme potentiellement différents, la probabilité que la variabilité naturelle soit en cause s’élevant à 10 %. Les sites compris entre l’ellipse de 99 % et la plus grande ellipse (99,9 %) sont considérés comme différents, la probabilité qu’il en soit autrement s’élevant à seulement 1 %. Enfin, les sites se trouvant à l’extérieur de l’ellipse de 99,9 % sont déclarés très différents.

Figure 4-5 : Niveaux de stress  entraînant une perturbation déduits à partir de la position des sites de  référence dans un espace d’ordination hybride multidimensionnel

Note : Les bandes, fondées sur des ellipses de probabilité de 90 %, 99 % et 99,9 %, sont identifiées respectivement par les lettres A (non perturbé), B (potentiellement perturbé), C (perturbé) et D (fortement perturbé).

Figure 4-5 : Niveaux de stress entraînant une perturbation déduits à partir de la position des sites de référence dans un espace d’ordination hybride multidimensionnel (« hybrid multidimensional scaling ordination space ») (description longue)

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4.5 Méthodes de terrain pour le suivi de la communauté d’invertébrés benthiques

4.5.1 Maillage des dispositifs d’échantillonnage

Les échantillons d’invertébrés benthiques renferment habituellement diverses quantités de sédiments fins et de débris. Pour accélérer le transfert des échantillons dans les récipients à échantillon, ainsi que leur entreposage et leur expédition, le volume de ces échantillons est réduit sur le terrain par tamisage. Ce tamisage devrait être réalisé le plus rapidement possible, de préférence immédiatement après la récupération des échantillons et avant leur conservation, car de nombreux organismes deviennent fragiles et cassants après la conservation. Diverses techniques de tamisage existent, mais la plupart prévoient le lavage des échantillons avec un tamis ou un ensemble de tamis.

Pour les études en eau douce, la taille recommandée pour les mailles des filets et tamis est de 500 µm.

En eau douce, les macroinvertébrés sont définis comme étant tous les organismes retenus par des mailles de 200 à 500 µm (Slack et al., 1973; Weber, 1973; Wiederholm, 1980; Suess, 1982). Les stades immatures de certains taxons peuvent être plus petits, et les adultes de certains autres, plus grands.

Il faut noter que les maillages recommandés s’appliquent à tous les équipements utilisés sur le terrain et en laboratoire, qu’il s’agisse des filets en Nitex des échantillonneurs de benthos ou du dispositif de tamisage.

Dans certaines circonstances propres à un site, il peut être souhaitable de récupérer les organismes plus petits en utilisant un tamis à mailles plus fines (moins de 500 µm). Ceci peut être justifié dans les cas suivants :

  1. pour des fins de comparaison si des tamis à mailles plus fines avaient été utilisés lors d’études du benthos effectuées antérieurement dans l’écosystème considéré;
  2. pour des raisons pratiques, si l’échantillonnage doit être effectué durant des périodes où les organismes sont très petits. Rees (1984), Barber et Kevern (1974) et Jonasson (1955) ont examiné les variations saisonnières de l’efficacité du tamisage.

Dans tous les cas susmentionnés, il est fortement recommandé d’utiliser une série de tamis comprenant au moins les mailles recommandées et, le cas échéant, des mailles plus fines. Cette façon de procéder tient compte des enjeux particuliers au site tout en satisfaisant aux objectifs du Programme d’ESEE, car elles permettent la tenue de comparaisons aux échelles nationale et régionale des échantillons recueillis à l’aide de tamis standardisés. Un tamisage fin peut être effectué sur le terrain, à condition de procéder en laboratoire au fractionnement approprié des échantillons à l’aide d’une série de tamis avant d’entreprendre le traitement.

Pour les invertébrés marins, le tamisage des échantillons est effectué avec de l’eau de mer et non de l’eau douce, car le choc osmotique causé par l’eau douce peut provoquer l’éclatement des cellules et une distorsion importante des organismes. Par ailleurs, le cas échéant, l’eau utilisée pour le tamisage devrait être débarrassée au préalable des organismes qu’elle peut contenir à l’aide d’un tamis à mailles plus petites que les mailles les plus fines utilisées aux fins de l’étude. En outre, il importe d’apporter un soin particulier au lavage des échantillons afin d’éviter d’endommager les spécimens et ainsi de réduire sérieusement la fiabilité des déterminations taxinomiques ainsi que la rentabilité globale de l’opération. Des méthodes visant à protéger les spécimens, en particulier dans les échantillons marins, ont été proposées (Gray et al., 1990).

Pour les études en milieu marin, il est recommandé d’utiliser sur le terrain une paire de tamis à mailles de 1 000 et de 500 mm et de conserver et de traiter les échantillons retenus par le tamis à mailles de 500 mm uniquement si cela s’avère approprié. Le macrobenthos marin englobe typiquement les organismes retenus par les mailles de 500 à 1 000 µm (Reish, 1959; Thiel, 1975; Pearson, 1975; Holme et McIntyre, 1984; Gray et al., 1990). Il a été estimé qu’un tamis à mailles de 1 000 mm retient environ 95 % de la biomasse de la macrofaune marine (Reish, 1959), tout en réduisant la proportion, dans les échantillons obtenus, des formes juvéniles ou des spécimens appartenant à la méiofaune, lesquelles présentent une réaction fonctionnelle aux perturbations de l’environnement différente de celle des adultes des espèces composant la macrofaune (Schwinghamer, 1981, 1983; Warwick, 1986).

L’étude des plus petits organismes benthiques pour la détermination de l’ampleur et de la portée géographique dans les écosystèmes marins peut inclure l’évaluation de la méiofaune, en particulier les nématodes, les copépodes et les plus petits oligochètes, ou encore celle des foraminifères vivants et morts (Schwinghamr, 1981, 1983) ou celle des formes juvéniles de la macrofaune. Toutes ces approches nécessitent l’utilisation de mailles plus fines ou d’échantillonneurs différents de ceux qui sont actuellement recommandés (les carottiers peuvent convenir davantage à de telles études que les bennes – voir Holme et McIntyre, 1984). Toutefois, s’il est important d’amasser des données sur les formes de plus petite taille, le simple ajout d’un tamis supplémentaire risque de ne pas donner les résultats escomptés. Il convient d’évaluer l’efficacité des techniques d’échantillonnage pour les organismes de petite taille. En milieu marin, Gray et al. (1990) ont indiqué que le carottier est l’instrument le plus approprié pour la récolte du méiobenthos. Or, ce type d’appareil n’est pas recommandé pour le Programme d’ESEE. Par conséquent, avant d’entreprendre un tamisage plus fin, il convient d’élaborer des protocoles d’échantillonnage appropriés.

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4.5.2 Équipement d’échantillonnage

Les études sur le benthos comportent deux aspects importants qui doivent être pris en compte : le maillage (voir section précédente) et l’équipement d’échantillonnage quantitatif. L’échantillonnage quantitatif des communautés benthiques s’effectue à l’aide de dispositifs qui couvrent une superficie préétablie ou qui prélèvent un volume connu de l’habitat, comme les bennes ou les filets. Les dispositifs choisis doivent être non sélectifs et convenir à la nature particulière du substrat. Les échantillons de benthos prélevés dans les substrats naturels fournissent des indications sur les facteurs de stress historiques et actuels. Il est donc recommandé d’utiliser des échantillonneurs qui permettent de récolter les organismes présents dans les sédiments, à moins que des obstacles d’ordre physique rendent cette opération impossible. L’échantillonneur utilisé pour une classe d’habitat donnée devrait être le même pour toutes les stations et pour toutes les zones. Toutefois, l’utilisation d’échantillonneurs différents est permise au cours d’une même étude, mais uniquement pour l’échantillonnage de classes d’habitat différentes. Par exemple, si des habitats d’érosion et de sédimentation doivent être échantillonnés dans des zones de références et des zones exposées, une des bennes recommandées pourrait être utilisée pour les habitats de sédimentation, alors qu’un échantillonneur Hess conviendrait mieux pour les habitats d’érosion. Il est également recommandé d’utiliser des bennes munies d’un grillage et de portes s’ouvrant par le haut afin de limiter le phénomène d’onde de choc pouvant entraîner la perte d’une partie du substrat et de faciliter l’examen (et, au besoin, la caractérisation chimique) de la surface non perturbée des échantillons de sédiments.

L’uniformisation des échantillonneurs benthiques facilite la comparaison des données des études des invertébrés benthiques à l’échelle régionale ou nationale. Des recommandations sont fournies ci-dessous quant aux dispositifs appropriés à utiliser pour les diverses classes d’habitat rencontrées durant les études d’invertébrés benthiques dans le cadre de l’ESEE. Eleftheriou et Holme (1984), Klemm et al. (1990) et Scrimgeour et al. (1993) présentent les options appropriées pour divers milieux récepteurs potentiels et résument les avantages et les inconvénients des appareils recommandés. Le choix d’un échantillonneur peut également être dicté par le type d’appareil qui a été utilisé au cours des études antérieures effectuées dans le même milieu. Pour assurer la comparabilité des études avec les études précédentes, il est recommandé d’utiliser des échantillonneurs similaires. Le lecteur est invité à consulter les références traitant des échantillonneurs quantitatifs et des méthodes appropriées citées par Klemm et al. (1990), Eleftheriou et Holme (1984), Elliott et Tullett (1978, 1983), Rosenberg (1978), Downing (1984) et Mason (1991). Voir également Rabeni et Gibbs (1978) et alberta Environment (1990).

L’uniformisation des techniques ne vise pas uniquement les échantillonneurs utilisés, mais également le niveau d’expérience requis pour les employer correctement. Les personnes qui manipulent ces appareils doivent avoir reçu une formation appropriée pour réduire le plus possible les variations due aux erreurs de manipulation. Par exemple, lorsqu’on procède à l’échantillonnage d’une zone d’érosion dans un cours d’eau, il est important d’uniformiser la profondeur à laquelle le substrat est remué, car certaines personnes pourraient faire preuve à cet égard d’un zèle excessif en brassant le substrat plus profondément et vigoureusement que d’autres. Il est essentiel que le chef d’équipe connaisse bien les méthodes d’échantillonnage des invertébrés benthiques et organise des séances de formation efficaces à l’intention des employés chargés de l’échantillonnage sur le terrain. Une bonne formation prévient normalement les erreurs liées à l’utilisateur (Reynoldson et Rosenberg, 1996).

Habitats de sédimentation - eau douce

Les bennes sont des appareils à mâchoires actionnées par des ressorts ou par gravité qui « mordent » dans les substrats meubles (sable, limon, vase, etc.) et prélèvent des sédiments sur une superficie déterminée du fond. Ces appareils sont généralement descendus au fond au bout d’une ligne ou d’un câble à partir d’une embarcation, parfois à l’aide d’un treuil. Si le dispositif choisi n’est pas adapté au type de substrat à échantillonner, l’efficacité de l’échantillonnage peut être compromise. Parmi les facteurs qui peuvent influer sur l’efficacité de l’échantillonnage, mentionnons la profondeur de pénétration, le degré de fermeture des mâchoires et la perte de matériel pendant la remontée. Dans les zones de sédimentation des cours d’eau ou des lacs, les bennes Ponar ou Ekman sont recommandées pour l’échantillonnage des invertébrés aux fins des ESEE. Veuillez consulter Eleftheriou et Holme (1984), Klemm et al. (1990) et Scrimgeour et al. (1993) pour en savoir plus sur les échantillonneurs.

Habitats d’érosion - eau douce

Les échantillonneurs à filet pour les cours d’eau sont des dispositifs qui permettent de capturer les organismes benthiques dans les cours d’eau exposés à l’érosion. Ces dispositifs comportent des mailles de différentes tailles (voir la section 4.5.1) qui permettent de tamiser les organismes qui sont délogés du substrat sur une superficie connue et emportés par le courant. Pour les habitats d’érosion en eau douce, il est recommandé d’utiliser un échantillonneur cylindrique de type Neill-Hess, car ce dernier permet d’estimer la superficie échantillonnée (généralement, 0,1 m2). Un des inconvénients de l’utilisation d’échantillonneurs cylindriques dans les cours d’eau est leur incompatibilité possible avec la granulométrie du substrat. En effet, dans certains systèmes, la taille moyenne des particules pourrait être trop grande pour que l’échantillonneur cylindrique Neill-Hess puisse échantillonner efficacement les invertébrés benthiques. Dans ce cas, un filet en U (Scrimgeour et al., 1993) peut fournir des échantillons sur une superficie délimitée et peut être modifié selon la granulométrie du substrat. Ce dispositif a été utilisé avec succès dans des substrats de granulométrie diverse (Glozier, 1989) et permet l’échantillonnage tant de roches individuelles que de superficies délimitées. Le filet troubleau, même s’il ne fournit pas d’estimation pour une superficie connue, a été largement utilisé au Royaume-Uni, aux États-Unis, en Australie et au Canada dans le cadre de programmes de suivi à grande échelle (Reynoldson et al., 1995). L’échantillonnage au filet troubleau convient particulièrement à l’approche des conditions de référence (ACR), qui prévoit l’échantillonnage de nombreuses stations. Un échantillon est prélevé pendant un temps prédéterminé à chaque station aux fins de l’estimation des descripteurs de la communauté benthique. La normalisation des méthodes d’échantillonnage au filet troubleau est essentielle pour préserver le pouvoir de comparaison et exige une formation minimale (Reynoldson et Rosenberg, 1996). L’échantillonnage au filet troubleau prévoit le prélèvement d’un seul échantillon composite à chaque station en déplaçant le filet pour une période de trois minutes pendant que le substrat est perturbé (Reynoldson et al., 1997). Il convient de noter qu’il n’est pas nécessaire de conserver séparément les sous-échantillons de terrain pour la méthode d’échantillonnage au filet troubleau recommandée pour l’ACR.

Pour l’échantillonnage d’habitats plus difficiles (p. ex., zones très profondes, à faible courant ou zones à substrat dur), d’autres types d’échantillonneurs comme les quadrats en métal ou les systèmes d’extraction à l’air peuvent se révéler utiles. Toutefois, pour les besoins des comparaisons aux échelles nationale ou régionale, les dispositifs d’échantillonnage recommandés devraient convenir dans la majorité des habitats présentant un intérêt particulier au plan écologique. Pour les habitats où l’échantillonnage se révèle très difficile, d’autres méthodes peuvent être utilisées.

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4.5.3 Substrats artificiels

L’utilisation de substrats artificiels pour l’échantillonnage des invertébrés benthiques n’est généralement pas recommandée comme protocole d’échantillonnage dans le cadre d’un Programme d’ESEE.

Il n’y a aucun avantage à utiliser des substrats artificiels, quand les méthodes courantes fournissent des données au moins aussi fiables que les substrats artificiels, sans leurs nombreux inconvénients et problèmes (AETE, 1995). Les substrats artificiels ne permettent pas d’obtenir des échantillons représentatifs de la communauté benthique indigène du site où ils sont placés. Il s’agit d’engins sélectifs qui favorisent les espèces mobiles, sujettes à la dérive, des substrats durs. En outre, les substrats artificiels ne permettent pas de surveiller adéquatement les effets des contaminants présents dans les sédiments ou liés à ces derniers sur les organismes aquatiques, car les taxons associés aux sédiments sont généralement sous-représentés dans les échantillons prélevés à l’aide de substrats artificiels. Les communautés d’invertébrés sur les substrats artificiels reflètent uniquement les conditions qui prévalaient durant la période d’exposition et n’intègrent pas les effets à plus long terme. L’utilisation de substrats artificiels pour l’échantillonnage des invertébrés benthiques peut donc se révéler inefficace pour détecter les effets des effluents, particulièrement lorsque les espèces non mobiles, les contaminants liés aux sédiments et l’intégration à long terme des effets sont importants. Toutefois, il convient de noter que dans certaines circonstances particulières, notamment lorsque des substrats artificiels sont utilisés depuis longtemps dans un écosystème ou en présence de conditions extrêmes (plans d’eau très profonds à courant très fort), l’utilisation de substrats artificiels peut s’avérer la seule méthode de terrain possible et peut être envisagée conjointement à d’autres solutions de rechange, si elle permet de déterminer d’éventuels effets sur la communauté d’invertébrés benthiques d’une manière scientifiquement défendable.

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4.5.4 Équipement d’échantillonnage dans les habitats marins et estuariens

Habitats de sédimentation – milieux marins et estuariens

Les habitats de sédimentation marins peuvent être échantillonnés à l’aide d’une benne Smith-McIntyre (benne Van Veen modifiée), qui est un appareil approprié et disponible au Canada. Eleftheriou et Holme (1984) passent en revue les méthodes d’échantillonnage utilisées en milieu marin. Toutefois, dans les zones infralittorales peu profondes où l’utilisation des plus grandes bennes est impossible, une petite benne Ponar peut être utilisée. Ce modèle peut être manipulé à partir d’un petit canot pneumatique et remonté à la main.

Les sédiments meubles intertidaux peuvent être échantillonnés au moyen de tout appareil couvrant une superficie d’au moins 0,1 m2. À l’aide d’un dispositif approprié, une profondeur de substrat meuble fixée à 10 cm est prélevée. Soulignons qu’on choisira de préférence la partie la plus profonde possible de la zone intertidale, puisque les conditions physiques moins rudes y favorisent une richesse et une abondance des espèces plus grande.

Habitats d’érosion - milieux marins et estuariens

Dans les milieux marins ou estuariens, une benne peut être utilisée pour échantillonner les sédiments meubles constitués de grosses particules (p. ex., gravier). Pour l’échantillonnage des substrats compacts des habitats d’érosion (intertidal et infralittoral), il est préférable d’utiliser des quadrats délimitant une superficie minimale de 0,1 m2. Toutefois, le recours à d’autres techniques quantitatives pourrait s’avérer nécessaire pour la collecte des mollusques et crustacés et d’autres espèces de plus grande taille. Parmi ces méthodes, mentionnons la récolte à la main par des plongeurs, la télédétection sur des surfaces définies (Eleftheriou et Holme, 1984; Gray et al., 1990), et les récoltes effectuées à l’intérieur de limites définies le long de transects. La description d’un protocole d’échantillonnage pour le milieu marin se trouve dans une série de rapports du Puget Sound Estuary Program (Tetra Tech, 1986a, 1986b, 1987). Lorsqu’ils sont effectués correctement, les relevés photographiques peuvent fournir des informations quantitatives, au moins pour les organismes épibenthiques de plus grande taille (voir Burd et al., 1990). Les coûts de traitement sont habituellement beaucoup plus bas que pour les relevés des matériaux meubles à l’aide d’une benne ou d’un carottier.

La zone intertidale devrait être échantillonnée si elle est fortement envahie par le panache de l’effluent. La détermination du niveau de marée présentant le plus d’intérêt pour l’étude des impacts de la mine de métaux devrait tenir compte de certaines considérations logistiques. Essentiellement, il est préférable d’échantillonner dans les portions les plus profondes de la zone intertidale puisque les conditions moins rudes qui les caractérisent favorisent une plus grande uniformité et diversité de la flore et de la faune (variabilité inter-échantillon). La répartition verticale des plantes et des animaux de cet habitat côtier reflète habituellement les gradients de divers paramètres environnementaux comme l’exposition à l’air, la température (y compris le gel), la salinité, l’intensité lumineuse et la photopériode, l’abrasion due aux troncs d’arbre ou à la glace et l’action des vagues. Il faut tenir compte de ces gradients lors de la planification et de la réalisation des études biologiques dans le milieu intertidal. Les protocoles d’échantillonnage adaptés à ces milieux diffèrent à certains égards de ceux décrits dans les sections précédentes (voir Gray et al., 1990). Lorsque c’est possible, il faut effectuer des relevés semi-quantitatifs à l’aide de quadrats de 0,1 m2. La détermination du substrat ou du type d’habitat à échantillonner dépend des limites des méthodes d’échantillonnage et de l’habitat dominant présent (pour en savoir plus sur la sélection de l’habitat dominant, voir la section 4.3.7). Toutefois, si la récolte d’échantillons s’avère impossible pour des considérations écologiques ou autres, on peut recourir à des relevés visuels, après consultation de l’agent d’autorisation local. Les relevés par examen visuel font appel à des techniques d’enregistrement et de cartographie (échelle approximative de 1/5 000) des principales caractéristiques biologiques, aux fins de l’évaluation des changements globaux de la communauté biologique.

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4.5.5 Récipients à échantillons

D’après les directives d’Environnement Canada pour le suivi du benthos en eau douce (Guidelines for Monitoring Benthos in Freshwater Environments; EVS Environment Consultants, 1993), les récipients à échantillons doivent :

  • être assez gros pour que l’échantillon n’occupe pas plus de 50 % du volume, le reste étant réservé à l’agent de conservation;
  • être assez solides pour leur manipulation et leur transport réguliers;
  • être étanches;
  • posséder des propriétés physiques et chimiques qui ne sont pas modifiées par l’agent de fixation ou de conservation;
  • être conformes au règlement sur le transport des marchandises dangereuses.

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4.5.6 Fixation et conservation des spécimens

Il faut procéder sur le terrain à la fixation de tous les échantillons dans une solution tamponnée de formol à 10 % afin d’éviter que les vers marins et dulcicoles ne soient endommagés. Le formol est également couramment utilisé pour la conservation de la plupart des insectes aquatiques. La conservation directement dans l’éthanol entraîne souvent le ramollissement des spécimens, qui deviennent difficiles à manipuler. Après l’ajout de l’agent de conservation sur le terrain, il faut brasser doucement les récipients à échantillon à plusieurs reprises pour faire pénétrer l’agent dans tout matériel fin présent dans l’échantillon. Comme le formol est une substance cancérogène et irritante, les personnes qui l’utilisent doivent porter des gants et des verres, et le port de cet équipement de protection devrait être obligatoire. De plus, les récipients à échantillons incassables doivent être scellés à l’aide d’une pellicule de paraffine, placés dans un sac double pour le transport jusqu’au laboratoire et étiquetés convenablement. Les échantillons doivent être fixés aussitôt que possible après leur prélèvement pour éviter que les invertébrés prédateurs ne se nourrissent des autres invertébrés.

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4.5.7 Assurance et contrôle de la qualité des travaux de terrain

Un survol des recommandations en matière d’assurance et de contrôle de la qualité (AQ/CQ) pour le volet terrain de l’étude des communautés d’invertébrés benthiques est présenté ci-dessous.

L’échantillonnage sur le terrain est la première étape de la collecte des données. Les procédures d’AQ/CQ pour l’étude des communautés d’invertébrés benthiques sont énoncées dans le plan d’étude et doivent être respectées à la lettre, de manière à garantir la haute qualité des données. Les modes opératoires normalisés de terrain devraient spécifier les équipements et les protocoles d’échantillonnage appropriés pour l’étude. Un plan d’AQ/CQ pour l’échantillonnage sur le terrain comporte de nombreux éléments, dont les principaux sont :

  1. tout le personnel participant à l’échantillonnage sur le terrain devrait avoir une formation appropriée et une bonne expérience de l’équipement et des objectifs de l’étude;
  2. toutes les consignes de sécurité doivent être connues, comprises et respectées;
  3. l’équipement d’échantillonnage devrait être adapté au type de plan d’eau et au groupe d’invertébrés étudiés et devrait être inspecté et entretenu régulièrement;
  4. il convient d’établir a priori des critères d’acceptabilité des échantillons obtenus et des consignes précises en cas de non-respect de ces critères (c.-à-d., circonstances justifiant le prélèvement d’un nouvel échantillon; pour un échantillon prélevé à l’aide d’une benne, une pénétration de 10 cm serait jugée acceptable [Gray et al., 1990]). De plus, les méthodes doivent être uniformes tout au long de l’étude;
  5. une description de l’examen visuel des échantillons prélevés à l’aide d’une benne devrait être consignée (couleur, odeur et texture des sédiments, présence de débris);
  6. la contamination pendant l’échantillonnage des paramètres chimiques devrait être vérifiée à l’aide de blancs de transport et d’analyse de l’eau utilisée pour le rinçage de l’équipement;
  7. le tamisage sur le terrain, s’il est nécessaire, devrait être effectué le plus rapidement possible après la récolte des échantillons;
  8. les échantillons doivent être entreposés dans des récipients adéquats, avec un agent de conservation approprié pour éviter leur détérioration;
  9. tous les récipients à échantillons doivent être convenablement étiquetés;
  10. un carnet de terrain détaillé devrait être tenu;
  11. des formulaires de chaîne de possession et des méthodes appropriées d’expédition et d’entreposage doivent être utilisés.

On trouvera de plus amples renseignements sur tous les aspects des procédures d’AQ/CQ applicables à l’étude des invertébrés benthiques dans le rapport de 1999 du programme ETIMA (Programme d'évaluation des techniques de mesure d'impacts en milieu aquatique = Aquatic Effects Technology Evaluation Program [AETE]) (Beak, 1999).


4.6 Méthodes de laboratoire

Pour en savoir plus sur le tri des échantillons et le sous-échantillonnage, veuillez consulter le document Protocoles de tri des échantillons et de sous- échantillonnage dans les études de suivi des effets sur l’environnement portant sur les communautés d’invertébrés benthiques, accessible sur le site de l’ESEE (http://www.ec.gc.ca/esee-eem/default.asp?lang=Fr&n=B9DBF4CC-1).

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4.6.1 Programme de certification de la NABS

L’identification exacte des invertébrés benthiques aquatiques est cruciale pour les programmes de suivi tels que le Programme d’ESEE des mines de métaux. La North American Benthological Society (NABS) a mis en œuvre un programme de certification pour l’identification des invertébrés benthiques. Ce programme évalue les connaissances et compétences des candidats en matière de taxinomie des invertébrés aquatiques et vérifie que ces derniers fournissent des identifications de haute qualité. Il est recommandé que l’identification des invertébrés benthiques soit effectuée par une personne qui a suivi et réussi le programme de certification de la NABS. Pour en savoir plus, veuillez visiter le site Web suivant : http://www.nabstcp.com/.

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4.6.2 Niveau d’identification taxinomique

L’identification des invertébrés benthiques devrait satisfaire aux exigences du programme d’évaluation. Des recherches récentes indiquent qu’une identification jusqu’à la famille fournit un niveau de résolution taxinomique suffisant pour détecter les réponses des communautés aux perturbations anthropiques (Warwick, 1988a, 1988b; Bowman et Bailey, 1997). Comme il a été mentionné précédemment, le niveau de résolution taxinomique utilisé pour les études de suivi peut varier d’une étape à l’autre, des niveaux plus fins étant requis pour détecter des effets environnementaux plus subtils.

Aux fins du premier suivi et des suivis subséquents en eau douce, la famille est le niveau d’identification recommandé. Toutes les statistiques sommaires et les mesures descriptives doivent être calculées et présentées à ce niveau de résolution dans les rapports d’interprétation des résultats du premier suivi et des suivis subséquents. Les organismes qui ne peuvent être identifiés avec la précision taxinomique requise doivent être regroupés dans une catégorie distincte dans l’ensemble de données de base. L’utilisation de clés couvrant la région géographique étudiée est recommandée. Le tableau 4-2 présente les références taxinomiques généralement utilisées pour divers groupes d’organismes dulcicoles.

Pour certaines étapes, il peut être nécessaire de pousser plus loin l’identification selon les questions et les objectifs de l’étude. Le genre a été défini comme le plus bas niveau pratique pour la majorité des insectes, alors que pour les autres groupes, le plus bas niveau pratique est le plus bas niveau pouvant être atteint sans avoir recours à des méthodes spéciales (dissection, microscope) ou à des spécialistes (Taylor, 1997). Cette définition peut servir de guide si une identification plus fine s’avère souhaitable pour la détermination de l’ampleur et de la portée géographique ou la recherche des causes.

Certaines conditions propres aux sites peuvent justifier une identification plus fine pour une partie ou l’ensemble des familles taxinomiques. Par exemple, si dans les études historiques disponibles les invertébrés benthiques ont été identifiés à un niveau plus bas, il peut être souhaitable de poursuivre les travaux à ce même niveau à des fins de comparaison. Dans ce cas, les statistiques sommaires et les mesures descriptives peuvent être présentées pour ce niveau, à condition de fournir également un ensemble de données sommaires à l’échelle de la famille.

Les deux objectifs visés par la détermination de l’ampleur et de la portée géographique des effets peuvent nécessiter des niveaux de résolution taxinomique différents. L’identification jusqu’à la famille convient pour la détermination de la portée géographique des effets. Ce niveau d’identification fournit les données nécessaires pour calculer et présenter les statistiques sommaires et descriptives requises relatives à la portée géographique des effets. Ce premier objectif est similaire à ceux de la phase 1 et des suivis subséquents par sa portée, la principale différence étant l’ajout de zones exposées plus éloignées du point de rejet de l’effluent.

Lors du deuxième objectif, soit la détermination del’ampleur des effets, l’identification peut être faite à la famille, mais il peut aussi être nécessaire de mener une identification plus fine. La question suivante peut orienter le choix du niveau d’identification requis aux fins de l’évaluation de l’ampleur des effets :

  • Quelle est l’ampleur de l’effet sur des groupes taxinomiques potentiellement sensibles aux caractéristiques de l’effluent rejeté au site en question (en d’autres mots, combien de groupes sont touchés parmi les familles sensibles)?

L’une ou l’autre des options suivantes peut être utilisée pour évaluer l’ampleur des effets durant la détermination de l’ampleur et de l’étendue géographique :

  • Identifier jusqu’au plus bas niveau pratique tous les organismes échantillonnés. Cette façon d’établir l’ampleur des effets fournit des renseignements additionnels potentiellement utiles pour la conception de l’étude, au début de la recherche des causes.
  • Analyser à nouveau les données des familles significativement touchées durant le premier suivi afin de déterminer des taxons indicateurs pouvant être utilisés pour évaluer l’ampleur des effets dans les stations plus éloignées. Par exemple, si un effet a été observé parmi la famille des Baetidés (ordre des Éphéméroptères) durant le premier suivi, il convient de pousser plus loin (p. ex., jusqu’au genre) l’identification de tous les Baetidés échantillonnés durant la détermination de l’ampleur et de la portée géographique des effets. Cette approche permet de répertorier les taxons sensibles dans la famille et d’évaluer l’ampleur des effets après examen des réponses observées à l’intérieur de ce sous-ensemble de taxons sensibles.
  • D’autres approches scientifiquement défendables peuvent être utilisées pour évaluer l’ampleur des effets.

Pour tous les invertébrés benthiques provenant du milieu marin ou estuarien, il est recommandé de pousser l’identification jusqu’au niveau de lafamille. Dans les rapports d’interprétation, les statistiques sommaires doivent être calculées et présentées à ce même niveau. Divers auteurs ont examiné l’utilité de recourir aux taxons plus élevés pour le suivi environnemental de sites exposés à divers degrés de pollution organique en Europe (voir Warwick et Clarke [1993] et les références citées par ces auteurs). Dans le cas du benthos marin, les spécimens juvéniles et immatures devraient être identifiés et dénombrés séparément des adultes, car ils réagissent différemment aux effets environnementaux.

Bien que la famille soit le niveau d’identification recommandé pour la présentation des données et la détermination des effets, les mines de métaux peuvent opter pour une identification plus fine. Certaines conditions propres aux sites peuvent justifier ce niveau d’identification pour une partie ou l’ensemble des groupes familiaux. Par exemple, si dans les études historiques disponibles les invertébrés benthiques ont été identifiés à un niveau plus bas, il peut être souhaitable de poursuivre les travaux à ce même niveau à des fins de comparaison. Dans ce cas, les statistiques sommaires et les mesures descriptives peuvent être présentées pour ce niveau, à condition de fournir également un ensemble de données sommaires à l’échelle de la famille.

Dans le cas des échantillons marins, il est suggéré d’utiliser les collections de référence, si celles-ci contiennent un nombre suffisant de spécimens représentatifs, non seulement aux fins précitées, mais aussi pour élaborer pour chaque mine de métaux une base de données sur la taille et la biomasse, comme un autre indicateur ou outil (voir la section 4.11.4). À cette fin, il est recommandé de conserver 5 à 10 spécimens représentatifs de chaque taxon, en notant pour chacun d’eux les valeurs moyennes de la largeur, de la longueur et du poids frais égoutté.

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4.6.3 Collections de référence

Pour obtenir des informations utiles pour le suivi des effets environnementaux, il faut s’assurer que l’identification des invertébrés est effectuée de façon uniforme durant toute la durée d’une étude ainsi que d’une étude à l’autre. Par conséquent, il est recommandé de constituer des collections d’organismes de référence à des fins de comparaison et de contrôle de la qualité des identifications taxinomiques. L’identité de chaque taxon versé dans la collection de référence devrait en outre être confirmée par un taxinomiste professionnel indépendant. Les musées sont parfois en mesure d’offrir ce service lorsque l’étude porte sur des régions éloignées et qu’il est probable que de nouvelles mentions de spécimens soient faites ou que des aires de répartition soient étendues. Les collections de référence peuvent être utilisées pour confirmer des identifications, assurer l’uniformité des déterminations taxinomiques entre les études et la formation du personnel. Des protocoles pour la préparation et l’entretien de collections de référence d’invertébrés benthiques sont présentés dans un rapport préparé pour le Plan d’action du Fraser d’Environnement Canada (Green, 1994). Selon les recommandations formulées dans ce rapport, chaque mine de métaux (ou groupe de mines de métaux) devrait constituer, entretenir et tenir à jour une collection de référence exhaustive contenant plusieurs spécimens représentatifs de chaque taxon et de chaque zone étudiée. Chaque spécimen devrait être identifié à l’aide d’une étiquette indiquant l’endroit et la date de capture. Ce genre de collection occupe peu de place et loge normalement dans une seule armoire. Cette collection devrait être sous la garde de la mine de métaux. Si cette dernière ne dispose pas des installations ou du personnel requis pour constituer, maintenir et entretenir sa propre collection de référence, il se peut qu’une université ou un musée soit en mesure de le faire à sa place. Toutefois, comme l’entretien à long terme du matériel biologique préservé nécessite un effort considérable, la quantité de matériel soumise doit être minimisée.

Tableau 4-2 : Clés taxinomiques – Invertébrés benthiques dulcicoles (description longue)
TaxonRéférences taxinomiques couramment utilisées
Clés généralesMerritt et Cummins, 1984, 1996; Peckarsky et al., 1990; Pennak, 1978; Thorp et Covich, 1991
Clés régionalesClifford, 1991 (Alberta)
Lehmkuhl, 1975a, 1975b, 1976, 1979 (Saskatchewan)
Laplante et al., 1991 (Québec)
Clés pour taxons particuliers
ANNÉLIDES
Oligochètes
Hirudinés

Brinkhurst, 1986
Klemm, 1972, 1985, 1991
CRUSTACÉS
Amphipodes
Décapodes
Cladocères
Copépodes
Bousfield, 1958
Brandlova et al., 1972
Dussart, 1969
Crocker et Barr, 1968
Fitzpatrick, 1983
INSECTESChu et Cutkomp, 1992; Hilsenhoff, 1995
PLÉCOPTÈRES
(perles)
Fullington et Steward, 1980; Harper et Stewart, 1984; Hitchcock, 1974; Stewart et Stark, 1993
ÉPHÉMÉROPTÈRES (éphémères)Bednarik et McCafferty, 1979; Edmunds et al., 1976; Lewis, 1974; Morihara et McCafferty, 1979;
McCafferty et Waltz, 1990; Waltz, 1994
ODONATES (libellules et demoiselles)Hilsenhoff 1995; Westfall and May 1996; Walker 1933, 1953, 1958; Walker and Corbet 1978
TRICHOPTÈRES (phryganes)Schefter et Wiggins, 1986; Schuster et Etnier, 1978; Wiggins, 1996
COLÉOPTÈRESHilsenhoff et Schmude, 1992
DIPTÈRES (mouches)Hilsenhoff, 1995; Johannsen, 1977; Oliver et al., 1978; Saether, 1975, 1977; Simpson et Bode, 1980;
Wiederhom, 1983, 1986; Wood et al., 1963
GASTÉROPODES (escargots)Burch, 1989; Clarke, 1981
PÉLÉCYPODES (Bivalves; moules)Mackie et al., 1980; Clarke, 1981; Burch, 1975a, 1975b; Mackie et Huggins, 1983

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Le tableau 4-3 précise les niveaux de résolution taxinomique recommandés pour les principaux groupes d’invertébrés benthiques marins. Habituellement, le niveau de résolution taxinomique devrait être uniforme à l’intérieur de chaque groupe principal pour tous les échantillons prélevés durant une étude ainsi que d’une étude à l’autre. Les organismes qui ne peuvent être identifiés au niveau taxinomique requis doivent être regroupés dans une catégorie distincte dans l’ensemble de données de base, au niveau de résolution taxinomique le plus précis possible. Comme l’exactitude du travail taxinomique repose sur la disponibilité d’une documentation à jour, il est important d’avoir accès aux ouvrages taxinomiques de base. L’utilisation de clés couvrant la région géographique étudiée est fortement recommandée. Une liste détaillée des ouvrages taxinomiques pour les milieux marins et estuariens est présentée au tableau 4-4. Pour les taxons dont l’identification exige un examen microscopique détaillé, un montage sous lame de microscope peut s’imposer. La préparation de tels montages peut comporter plusieurs étapes, notamment la dissection, le lavage et la coloration des spécimens. Les techniques de montage sous lame de microscope sont décrites par Klemm et al. (1990). Dans le cas du benthos marins, les formes juvéniles ou immatures doivent être identifiées et dénombrées séparément des adultes, car elles présentent des réactions différentes aux effets environnementaux. Toutes les identifications doivent être effectuées ou vérifiées par un taxinomiste qualifié et expérimenté. Les collections de référence déjà établies peuvent également se révéler fort utiles. Le Centre de référence de l’Atlantique au Centre des sciences de la mer Huntsman, à St. Andrews (Nouveau-Brunswick), possède une excellente collection de référence. Des iconographies ont également été utilisées avec succès (Camburn et al., 1984-1986).

Tableau 4-3 : Niveaux de résolution taxinomique recommandés pour les invertébrés benthiques marins (approche du plus bas niveau taxinomique pratique) (description longue)

TaxonNiveau
PorifèresClasse
CnidairesGenre
TurbellariésGenre
NémertéensGenre
Nématodes(à exclure des analyses*)
SipunculiensEspèce
PriapulidesEspèce
BrachiopodesGenre
BryozoairesFamily
Mollusques 
• Aplacophores
• Gastéropodes
• Bivalvia
• Polyplacophores
• Scaphopodes
Genre
Espèce
Espèce
Genre
Espèce
Annélides 
• Polychètes
• Oligochètes
Espèce (sauf quelques immatures)
Genre
Arthropodes 
• Pycnogonides
• Céphalocarides
• Malacostracés
• Copépodes
• Cirripèdes
Famille
Sous-classe
Espèce
(à exclure des analyses*)
Espèce
AscidiacésFamille
ÉchinodermesEspèce

* Les Nématodes et les Copépodes (p. ex. les Harpacticoïdes) appartiennent à la méiofaune, et seule une fraction des spécimens sera retenue dans un tamis à mailles de 500 ou 1 000 mm. Par conséquent, les données ne sont pas représentatives et doivent être exclues des analyses (Holme et McIntyre, 1984).

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Tableau 4-4 : Clés taxinomiques – Invertébrés benthiques marins et estuariens du Canada (description longue)

Références
 

Abbot 1974 (seashells)
Abbott, R.T., 1974 (Coquillages)
Abbott, R.T., Zim, H.S., Sandström, G.F., 2001 (Mollusques)
Appy et al., 1980 (Polychètes de la baie de Fundy)
Austin, W.C., 1985 (Invertébrés du Pacifique)
Baker, H.R., 1980 (Espèces de Tubificidés)
Banse, K., 1972; Banse, K., et Hobson, K.D., 1974 (Polychètes)
Berkeley, C., et Berkeley, E., 1952a, 1952b (Annélides du Pacifique)
Blake, J.A., 1971 (Polydora, Côte Est)
Blake, J.A., 1991 (Polychètes, Atlantique Nord)
Blake, J.A., 1988 (Phyllodocidés [Polychètes], Atlantique)
Bousfield, E.L., 1960 (Coquillages de l’Atlantique)
Bousfield, E.L., et Hendryks, E.A., 1994, 1995a, 1995b (Amphipodes du Pacifique)
Bousfield, E.L., et Hoover, P.M., 1995 (Amphipodes du Pacifique)
Bousfield, E.L., et Kendall, J.A., 1994 (Amphipodes du Pacifique)
Bousfield, E.L., 1973 (Amphipodes de l’Atlantique)
Brinkhurst, R.O., 1982 (Oligochètes)
Brinkhurst, R.O., et Baker, H.R., 1979 (Tubificidés marins [Oligochètes])
Brunel, P., Bossé, L. et Lamarche, G., 1998
(Catalogue des invertébrés du golfe du Saint-Laurent)
Butler, T.H., 1983 (Crevettes du Pacifique)
Clark, H.L., 1924 (Holothuroïdes)
Clark, H.L., 1915 (Ophiuroïdes)
Coates, K.A., 1980 (Enchytraeides de la Colombie-Britannique)
Coe, W.R., 1912 (Échinodermes, Atlantique)
Coe, W.R., 1943 (Némertes, Atlantique)
Cutler, E.B., 1973 (Sipunculiens)
Fauchald, K., 1977 (Polychètes)
Fournier, J.A., et Petersen, M.E., 1991 (Polychètes)
Gibson, R., 1994 (Némertéens)
Gosner, K.J., 1971
Graham, A., 1988 (Gastéropodes)
Hart, J.F.L., 1982 (Crabes de la Colombie-Britannique)
Hobson, K.D., et Banse, K., 1981 (Polychètes de la Colombie-Britannique)
Hyman, L.H., 1940 (Polycladidés (Turbellariés), Atlantique)
Hyman, L.H., 1944 (Turbellariés, Atlantique)
Keen, A.M., et Coan, E., 1974 (Mollusques)
Knight-Jones, P., 1978 (Spirorbidés [Polychètes], Pacifique et Atlantique)
Knight-Jones, P., 1983 (Sabellidés [Polychètes])
Kozloff, E.N., 1987 (Invertébrés du Nord-Ouest du Pacifique)
Lambert, P., 1981 (Étoiles de mer de la Colombie-Britannique)
Laubitz, D.R., 1972 (Caprellidés)
Light, W.J., 1977 (Spionidés [Polychètes], Pacifique)
Morris, P.A., 1951 (Mollusques, Atlantique)
Pettibone, M.H., 1963 (Polychètes, Atlantique)
Pettibone, M.H., 1992 (Pholoïdes [Polychètes])
Pettibone, M.H., 1993 (Polynoïdes [Polychètes])
Pohle, G.W., 1990 (Décapodes, Atlantique)
Sars, G.O., 1895 (Amphipodes)
Sars, G.O., 1899 (Isopodes)
Sars, G.O., 1900 (Cumacés)
SBMNH, 1994a,b,c, 1995a,b,c, 1996a,b,c, 1997a,b
Schultz, G.A., 1969 (Crustacés isopodes)
Smith, R.I., 1964 (Clés des invertébrés marins, Atlantique)
Squires, H.J., 1990 (Décapodes, Atlantique)             
Steele, D.H., et Brunel, P., 1968 (Amphipodes)
Tattersall, W.M., et Tattersall, O.S., 1951 (Mysidacés)
Thorp, J.H., et Covich, A.P., 1991 (Clés des invertébrés dulcicoles)        
Ushakov, P.V., 1955 (Polychètes)
Wallace, N.A., 1919 (Isopodes de la baie de Fundy)
Watling, L., 1979 (Cumacés, Atlantique)
Weiss, H.M., 1995 (Macrofaune marine)

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4.6.4 AQ/CQ pour le traitement des échantillons d’invertébrés benthiques en laboratoire

Le traitement des échantillons et le dénombrement des divers taxons d’invertébrés s’effectuent en laboratoire. Une fois triés, les échantillons prélevés dans le cadre de chaque étude devraient être conservés en lieu sûr pendant au moins six ans, ou jusqu’à ce qu’on détermine qu’aucune information supplémentaire ne sera requise à leur sujet. Tous les échantillons doivent être traités de façon uniforme afin de réduire le plus possible les risques d’erreurs expérimentales lors des dénombrements. Pour limiter les erreurs de traitement, les éléments suivants devraient être intégrés au programme d’AQ/CQ :

  1. toutes les personnes qui participent au traitement et aux analyses des échantillons doivent avoir suivi une formation appropriée. À cet égard, la NABS a implanté un programme de certification pour les taxinomistes des invertébrés aquatiques. Pour obtenir des informations supplémentaires, consultez le site : http://www.nabstcp.com/;
  2. les effets du sous-échantillonnage (le cas échéant) sur les estimations de l’abondance doivent être évalués sur au moins 10 % des échantillons et documentés;
  3. une série d’échantillons choisis au hasard devrait être soumise à un nouveau tri aux fins de l’évaluation de l’efficacité du tri initial (voir ci-après);
  4. les références taxinomiques appropriées doivent être consultées, selon le type et l’emplacement géographique de l’habitat étudié;
  5. une collection de référence complète devrait être constituée pour chaque mine de métaux, vérifiée par un taxinomiste reconnu de l’extérieur et mise à jour au besoin (p. ex., lorsque de nouveaux taxons sont récoltés);
  6. le système utilisé pour l’archivage des échantillons devrait être décrit;
  7. des notes détaillées sur le traitement et l’analyse des échantillons en laboratoire doivent être consignées.

La première étape du traitement des échantillons consiste à séparer les organismes des débris et, au besoin, à sous-échantillonner les organismes triés en vue de pratiquer une identification plus poussée. Le taux d’erreur résultant inévitablement de ces activités devrait être estimé (voir par exemple Kreis, 1986, 1989).

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4.6.4.1 Efficacité du tri

L’efficacité du tri peut être facilement vérifiée de façon ponctuelle si les débris résiduels d’un échantillon sont conservés. Il est recommandé de soumettre au moins 10 % des échantillons à un nouveau tri, et le critère de tri acceptable veut qu’au plus 10 % du nombre total d’organismes aient été manqués. Cette estimation doit être consignée dans le rapport d’interprétation. Si les organismes manqués constituent plus de 10 % du nombre total d’organismes pendant le nouveau tri, alors tous les échantillons du groupe d’échantillons doivent être triés de nouveau.

Il en ira de même lorsqu’un groupe entier d’invertébrés benthiques aura échappé à l’attention de la personne chargée du tri (c.-à-d. qu’il n’aura pas été reconnu comme un organisme), et ce, même si ces organismes représentent moins de 10 % du nombre total. Les facteurs suivants doivent être pris en compte dans la détermination de groupes d’échantillons semblables : 1) zone d’échantillonnage; 2) classe d’habitat; 3) personne effectuant le tri. Les directives d’AQ/CQ s’appliquent indépendamment à chaque groupe d’échantillons triés. Les fractions triées et non triées doivent être conservées tant et aussi longtemps que l’efficacité du tri et l’exactitude des identifications n’auront pas été confirmées.

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4.6.4.2 Sous-échantillonnage

Le sous-échantillonnage des échantillons d’invertébrés en laboratoire est acceptable si la méthode utilisée est quantitative. Les gros échantillons ou ceux qui contiennent de grandes quantités de débris sédimentaires peuvent nécessiter un sous-échantillonnage avant le tri. Veuillez consulter la version révisée du document technique Protocoles de tri des échantillons et de sous-échantillonnage dans les études de suivi des effets sur l’environnement portant sur les communautés d’invertébrés benthiques (Environnement Canada, 2002), accessible sur le site Web du Bureau national des études de suivi des effets sur l’environnement (http://www.ec.gc.ca/esee-eem/Default.asp?lang=Fr&n=4B14FBC1-1). Le rapport détaillé de l’exactitude et de la précision du sous-échantillonnage, pour toutes les méthodes utilisées, est essentiel à l’AQ/CQ des études des invertébrés benthiques pour l’ESEE. Le critère d’un protocole de sous-échantillonnage acceptable est le suivant : les estimations de chaque groupe d’échantillons ne doivent pas différer par plus de 20 % des dénombrements réels. Lorsque l’erreur est supérieure à 20 % pour une technique de sous-échantillonnage donnée ou un type d’échantillon donné (type et quantité de matière organique), il faut modifier la technique pour atteindre le niveau de précision exigé ou faire le tri complet de tous les échantillons du groupe de sorte que le processus de sous-échantillonnage ne compromette pas l’intégrité des données. Les estimations sont ensuite comparées aux dénombrements réels, et l’exactitude des estimations ainsi que la précision entre les sous-échantillons peuvent être calculées au moyen de l’équation suivante :

% d’erreur de l’estimation = [1 – (nombre estimé dans l’échantillon/nombre réel)] × 100

L’exactitude devrait être mentionnée dans le rapport d’interprétation.

Il est recommandé qu’au moins 300 organismes soient prélevés d’un échantillon dans tout programme de sous-échantillonnage pour assurer une normalisation additionnelle. Dans le cas des stations d’échantillonnage où il a été impossible d’obtenir le nombre minimum d’organismes (300) recommandé ou pour lesquelles l’exactitude était faible, l’échantillon devrait être signalé lorsqu’il en est fait mention.

On trouvera de plus amples renseignements sur tous les aspects des procédures d’AQ/CQ applicables à l’étude des invertébrés benthiques dans le rapport de 1999 de l’ETIMA (Beak, 1999).

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4.7 Évaluation et interprétation des données

4.7.1 Méthodes de traitement des données

4.7.1.1 AQ/CQ pour la saisie et la vérification des données

Une fois la saisie des données achevée, la première étape de l’analyse des données consiste à vérifier les erreurs de transcription. L’omission de cette étape invalide les analyses subséquentes. Il importe de vérifier toutes les données saisies en comparant un exemplaire imprimé du fichier aux feuilles de données brutes. Idéalement, cette vérification ne devrait pas être confiée à la personne qui a effectué la saisie originale. Les systèmes à double entrée et les vérifications de transcription à partir des registres de données originales sont des techniques de contrôle de la qualité utiles. Il faut clairement distinguer les données manquantes de l’absence d’un taxon en utilisant des codes uniques différents de 0 pour identifier les valeurs manquantes, avec les définitions des codes intégrées dans chaque fichier. L’utilisation de fichiers de données en mode lecture seulement permet d’assurer l’intégrité des données. Les préoccupations relatives à l’AQ/CQ en matière d’analyse des données sont la vérification et la validité des données, la répétitivité et la robustesse des analyses statistiques et la rigueur et la pertinence des analyses. Selon EVS Environment Consultants (1993), les résultats de l’analyse des données devraient être reproductibles. En d’autres mots, un chercheur analysant les données présentées en annexe d’un rapport particulier et utilisant les méthodes décrites dans ce rapport devrait parvenir aux mêmes conclusions que l’auteur du rapport. Les précautions additionnelles suivantes s’imposent durant la vérification et l’analyse des données :

  1. recourir à un personnel ayant reçu une formation appropriée et possédant l’expérience requise;
  2. utiliser diverses techniques de représentation graphique des données en vue de repérer les erreurs de transcription, les valeurs aberrantes et toutes autres données douteuses;
  3. présenter les données brutes sous forme de base de données électronique et, sous forme de tableaux, en annexe des rapports;
  4. décrire les méthodes (tests statistiques particuliers) et les logiciels (le cas échéant) utilisés aux fins des analyses;
  5. prendre des notes détaillées sur les analyses des données.

Pour de plus amples renseignements sur tous les aspects des méthodes d’AQ/CQ applicables aux programmes de suivi des invertébrés benthiques, veuillez consulter le rapport de 1999 de l’ETIMA 1999 (Beak, 1999).

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4.7.1.2 Traitement des valeurs aberrantes

En posant l’hypothèse que la saisie a été effectuée correctement, les données devraient être synthétisées, épurées des valeurs erronées et aberrantes, évaluées quant à leur normalité et, le cas échéant, transformées (EVS Environment Consultants, 1993). Diverses techniques de représentation graphique comme les diagrammes en rectangles et moustaches, les courbes de distribution normale et les diagrammes arborescents peuvent être utilisés pour repérer les valeurs extrêmes (valeurs aberrantes véritables ou erreurs de saisie) (voir Tukey, 1977). Norris et Georges (1993) recommandent d’examiner les estimations de l’abondance de chaque taxon afin de déterminer si les valeurs enregistrées sont plausibles. Ils recommandent également de calculer les moyennes et les écarts-types, les valeurs excessivement élevées ou faibles pouvant indiquer des erreurs. Les valeurs extrêmes ou aberrantes qui ne sont pas dues à des erreurs doivent être conservées, car leur élimination entraînerait la perte d’observations et, de là, une baisse de la puissance statistique associée à l’étude de la communauté d’invertébrés benthiques. Il convient plutôt de souligner l’existence de ces valeurs dans le rapport et d’en préciser l’incidence sur les résultats en procédant à une nouvelle analyse après exclusion de ces valeurs.

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4.7.1.3 Organismes inconnus, immatures et non benthiques

Dans plusieurs cas, des organismes non benthiques ont été inclus dans les études réalisées dans le cadre du Programme d’ESEE des effluents de mines de métaux. S’il est documenté qu’un groupe d’organismes donné peut, à un moment de son développement, s’établir sur le fond (tels que les Simocephalus), alors il est acceptable de l’inclure dans la communauté d’invertébrés benthiques étudiée. Toutefois, certaines espèces, comme celles appartenant au genre Daphnia qui sont planctoniques, doivent être retirées de l’ensemble de données.

Certains échantillons peuvent contenir des spécimens immatures impossibles à identifier jusqu’au niveau de résolution taxinomique recommandé. Une telle situation peut également survenir lorsque des caractéristiques essentielles à l’identification sont perdues à cause d’une conservation inadéquate des échantillons (p. ex., dissolution des coquilles des mollusques par le formol non tamponné). Pour rendre compte correctement des données brutes, les taxons non identifiés et leur abondance doivent être fournis dans les fichiers électroniques de données brutes et dans les annexes aux rapports. Toutefois, aux fins de l’analyse, les chercheurs et consultants devraient décider s’il convient ou non de répartir les spécimens inconnus selon l’abondance relative des taxons correctement identifiés. Il faut pour cela présumer que la répartition des spécimens inconnus correspond à celle des spécimens identifiés, ce qui n’est pas nécessairement le cas. Les solutions suivantes peuvent être considérées :

  1. exclure tous les spécimens immatures ou endommagés;
  2. regrouper tous les spécimens (matures et immatures, identifiés ou non) en une seule catégorie au niveau taxinomique supérieur suivant;
  3. traiter les taxons non identifiés comme des catégories distinctes au cours de l’analyse.

La première option n’est pas la meilleure solution si le taxon « problématique » représente une grande proportion de la communauté benthique totale. Quant à la deuxième option, elle présume que tous les taxons appartenant à un niveau taxinomique supérieur réagissent de la même façon aux éventuels effets nocifs de l’effluent, ce qui n’est pas nécessairement le cas. Enfin, la troisième option aura des effets variables sur l’interprétation des données, selon l’abondance du taxon en cause. La solution retenue dépend de l’expertise et de l’expérience du chercheur, mais elle devrait être décrite en détail dans le rapport d’interprétation à la section traitant des méthodes utilisées.

Pour les études en milieux marins, il est exigé que les individus immatures et juvéniles soient dénombrés séparément des adultes, qu’il soit possible ou non de les identifier à l’espèce, de manière à ce que l’analyse de la communauté d’adultes soit soustraite à l’influence confondante des formes juvéniles transitoires. Ainsi, les analyses devraient présenter les résultats avec et sans la présence des immatures. Cette précaution est nécessaire puisque les formes benthiques récemment fixées présentent des caractéristiques de survie différentes de celles des adultes, lesquels sont présents dans les sédiments depuis beaucoup plus longtemps et intègrent les effets des perturbations de l’habitat dans le temps. Selon la chronologie de l’échantillonnage, les juvéniles récemment fixés peuvent être abondants dans les échantillons, mais ils peuvent également tous périr en quelques jours sous l’influence des facteurs de stress, de la prédation ou de la compétition. Il faut toutefois se garder de conclure que les données sur les immatures ne sont pas importantes. Toute variation importante du taux de fixation des immatures entre deux échantillons voisins prélevés dans des habitats physiquement homogènes peut trahir l’existence de niveaux de stress différents. En ne combinant pas les groupes pour les analyses, on évite de fausser les résultats.

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4.7.1.4 Réduction et transformation des données

La transformation des données est souvent effectuée sans prendre en considération les effets sur l’interprétation des résultats. Pour obtenir des renseignements généraux sur la transformation des données, veuillez consulter le chapitre 8. La transformation ne devrait être envisagée que s’il y a une connaissance parfaite des effets sur les données et leur interprétation, et uniquement si elle est nécessaire pour permettre les analyses statistiques. Les transformations devraient :

  1. homogénéiser les variances hétérogènes ou rendre la variance indépendante de la moyenne pour les analyses paramétriques;
  2. normaliser les distributions;
  3. linéariser les relations entre les variables;
  4. réduire les effets sur l’analyse multivariable (ou l’ordination) des taxons extrêmement dominants dans un ensemble de données;
  5. atténuer le problème que pose pour l’analyse la présence d’un trop grand nombre de zéros dans la matrice de données (voir Clarke et Green, 1988).

La réduction des données devrait servir uniquement à faciliter les analyses statistiques paramétriques ou multivariables, et ce, pour les mêmes raisons que celles invoquées pour la transformation des données. La réduction des données peut entraîner l’élimination ou le regroupement de taxons plus rares, ou la réduction des sous-échantillons par regroupement ou calcul de moyennes. Il existe divers protocoles de réduction des données pour les communautés marines, mais l’interprétation subséquente des résultats des analyses de données doit tenir compte des réductions effectuées. Par exemple, l’élimination des taxons rares pourrait conduire à l’exclusion d’au moins 90 % de la biomasse dans une station donnée si les organismes considérés sont de grande taille. Dans certains cas, les taxons rares peuvent être regroupés dans un niveau taxinomique supérieur, ce qui limite la perte d’informations, mais suppose qu’on considère comme uniforme le comportement des groupes taxinomiques mixtes ainsi formés. Stephenson et Cook (1980) passent en revue les principales méthodes de réduction des données et Burd et al. (1990) examinent certaines considérations écologiques associées à ces méthodes.

Des transformations logarithmiques ont souvent été appliquées aux données d’invertébrés benthiques, parce que l’abondance de ces organismes varie généralement de façon exponentielle (Green, 1979). La transformation logarithmique réduit l’importance des membres numériquement dominants et accroît la probabilité de déterminer la structure lorsque les différences observées sont dues à des taxons d’abondance moyenne ou rare. Toutefois, la transformation logarithmique est passablement radicale. D’autres chercheurs ont préconisé le recours à d’autres formes de conversion géométrique comme la racine carrée, la racine cubique, la racine quatrième, le logarithme naturel, etc. (voir Hoyle, 1973; Tukey, 1977; Hoaglin et al., 1983; Downing, 1981). Downing (1979) a démontré empiriquement que la meilleure transformation générale pour stabiliser la variance pour le benthos dulcicole était la racine quatrième (x0,25), puisque cette méthode améliore grandement la performance des méthodes multivariables paramétriques comme les ordinations. Après avoir répété l’exercice avec des communautés marines infralittorales, Vézina (1988) a conclu que ces communautés étaient empiriquement moins agrégées que les communautés dulcicoles et qu’elles nécessitaient donc une transformation moins radicale (p. ex., x0,4). Toutefois, les deux chercheurs insistent sur l’importance d’analyser les rapports entre la moyenne et la variance en vue de trouver la méthode de transformation la plus appropriée pour une communauté donnée. Cette étape permet de vérifier si la transformation choisie a bel et bien permis de stabiliser la variance.


4.8 Exigences relatives à la présentation des données

Les données sont présentées sous la forme d’une base de données électronique et sur support papier (rapport d’interprétation), conformément aux spécifications d’Environnement Canada (voir le chapitre 10 pour en savoir plus sur la présentation électronique). L’ensemble complet des données de base, incluant les données concernant les taxons rares ou d’abondance très variable et les identifications douteuses, devrait être conservé sous cette forme, même si une filtration des données a été réalisée avant le calcul des descripteurs de la communauté. Il est ainsi possible de recourir à d’autres méthodes de filtration, de calcul des descripteurs ou d’analyse lors d’analyses ou de méta-analyses ultérieures. La liste suivante présente les aspects des travaux sur le terrain et en laboratoire et des analyses des données de l’étude des invertébrés de l’ESEE qui doivent être décrits dans le rapport d’interprétation.

Travaux sur le terrain

  1. conserver les feuilles de terrain pendant six ans;
  2. préciser l’emplacement des stations répétées (coordonnées de quadrillage);
  3. préciser la date et l’heure de l’échantillonnage;
  4. indiquer la composition de l’équipe d’échantillonnage;
  5. décrire l’habitat, y compris les variables environnementales connexes;
  6. décrire les méthodes d’échantillonnage utilisées, y compris le type et la taille du dispositif d’échantillonnage ainsi que le maillage des filets et tamis.

Travaux en laboratoire

  1. conserver les feuilles de rapport d’analyse pendant six ans;
  2. consigner les données brutes pour chaque sous-échantillon de terrain individuel ou regroupé, en précisant les taxons présents et le nombre de spécimens;
  3. décrire les méthodes et le niveau de sous-échantillonnage utilisés lors du tri en laboratoire;
  4. présenter l’efficacité du tri atteinte;
  5. indiquer les références taxinomiques consultées;
  6. préciser le lieu où sont conservées les collections de référence et décrire les vérifications taxinomiques effectuées.

Analyse des données

  1. fournir en annexe des tableaux de l’abondance de chaque taxon répertorié dans chaque échantillon;
  2. fournir des tableaux synoptiques des descripteurs calculés avec les estimations de la variance;
  3. fournir des estimations de la puissance atteinte durant l’étude;
  4. décrire les effets des valeurs aberrantes ou extrêmes sur les résultats (le cas échéant);
  5. préciser dans quelle mesure les objectifs de qualité des données, les modes opératoires normalisés et les protocoles d’échantillonnage ont été respectés, et signaler tout problème éventuel décelé au cours de l’AQ/CQ.

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4.9 Critères d’effet et critères d’appui de la communauté d’invertébrés benthiques

Densité totale des invertébrés : nombre total de spécimens récoltés par station, toutes catégories taxinomiques confondues, exprimé par unité de surface (p. ex., nombre d’invertébrés/m2). Les valeurs de densité devraient être indiquées pour chaque station. Ces valeurs doivent être accompagnées de la moyenne arithmétique (± erreur type, ± ET [écart-type]), de la médiane et des valeurs maximale et minimale pour la zone.

Richesse des taxons (familles) : nombre total de catégories taxinomiques différentes récoltées à chaque station. Ces valeurs doivent être accompagnées de la moyenne arithmétique (± erreur type, ± ET), de la médiane et des valeurs maximale et minimale pour la zone.

Indice de régularité (indice de régularité de Simpson) (équitabilité) : La régularité (R) peut être quantifiée pour chaque station. La moyenne (R moyen ± erreur type, ± ET), la médiane, les valeurs minimale et maximale pour la zone doivent être présentées. La régularité est calculée selon la méthode de Smith et Wilson (1996):

Indice de régularité

où :
R = régularité
pi = proportion du ie taxon à la station
S = nombre total de taxons à la station

Indice de similarité (indice de Bray-Curtis [B-C])* : L’indice de Bray-Curtis est un coefficient de distance qui varie de 0 pour deux sites possédant des descripteurs identiques à 1 pour deux sites totalement différents. La valeur du coefficient rend donc compte du degré d’association entre les sites. L’indice de B-C fait partie de la classe des coefficients de distance qualifiés de semimétriques, que certains appellent coefficients de dissimilarité. L’indice de B-C mesure le pourcentage de différence entre les sites (Legendre et Legendre, 1983), et la mesure de distance (D) se calcule selon l’équation suivante :

Indice de similarité

où :
B-C = distance de Bray-Curtis entre les sites 1 et 2
yi1 = nombre d’invertébrés de taxon i au site 1
yi2 = nombre d’invertébrés de taxon i au site 2
n = nombre total de taxa présent dans les deux sites

La distance de Bray-Curtis (B-C) calculée à partir de la médiane des stations de référence devra être indiquée pour chaque station, et la moyenne arithmétique (± erreur type, ± ET) et les valeurs maximale et minimale pour chaque zone. Comme l’application de cet indice à la détermination des effets peut être nouvelle pour certains, nous présentons ci-dessous un certain nombre de références traitant de la question ainsi qu’un exemple détaillé illustrant l’utilisation de cet indice dans le cadre d’une étude de la communauté d’invertébrés benthiques.

La plupart des descripteurs des communautés d’invertébrés dont il est question ci-dessus constituent des mesures de la densité totale et de la richesse des taxons et ne fournissent aucune information quantitative sur les types d’organismes présents. L’utilisation d’un indice de similarité est donc également recommandée, car il résume en un seul chiffre la différence globale de la structure des communautés entre les sites de référence et les sites exposés. En outre, il ne repose sur aucune prémisse concernant la nature de la communauté et varie dans une seule direction (Taylor et Bailey, 1997). Parmi les divers indices disponibles, le coefficient de Bray-Curtis (Bray et Curtis, 1957) est le plus fiable selon de nombreux auteurs (Bloom, 1981; Pontasch et al., 1989; Jackson, 1993). Il est également peu affecté par la nature des communautés comparées (Bloom, 1981), et les différences ont la même contribution au calcul du coefficient, sans égard à l’abondance du taxon. Après avoir examiné quatre indices, Bloom (1981) a conclu que seul l’indice de Bray-Curtis rendait fidèlement la vraie ressemblance entre les sites.

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Exemple de l’utilisation de l’indice de Bray-Curtis dans le cadre du Programme d’ESEE

Cet exemple vise à illustrer comment il convient d’utiliser cet indice pour évaluer les effets dans le cadre d’un Programme d’ESEE. La base de données utilisée pour les besoins de la présente démonstration comporte cinq stations échantillonnées dans la zone de référence et cinq stations dans la zone exposée, chacune présentant cinq taxons.

  1. la densité de chaque taxon est inscrite dans un tableau;
  2. une densité médiane est calculée pour chaque taxon pour les stations de référence (voir tableau ci-dessous).
    Tableau montrant la densité des taxons médian des stations de référence
     Densité des taxons
    Stations de référenceTaxon 1Taxon 2Taxon 3Taxon 4Taxon 5
    Réf. 123231
    Réf. 235243
    Réf. 391111
    Réf. 446341
    Réf. 554232
          
    Médiane de référence44231

  3. Un tableau similaire est élaboré pour les stations exposées. Aucune médiane n’est calculée.
    Tableau montrant la densité des taxons médians pour les stations exposition.
     Densité des taxons
    Stations exposéesTaxon 1Taxon 2Taxon 3Taxon 4Taxon 5
    Exp. 12342101
    Exp. 2122283
    Exp. 3146162
    Exp. 41313122
    Exp. 5153241

  4. La distance entre chaque station (référence et exposée) et la médiane de référence est calculée selon la séquence exposée ci-dessous pour la station 1.

    Pour cette approche, la médiane de référence pour un taxon donné devient yi2, soit le nombre d’invertébrés du taxon i au site 2 dans l’équation présentée précédemment.
    La distance entre chaque station (référence et exposée) et la médiane de référence
     Taxa 1Taxa 2Taxa 3Taxa 4Taxa 5
    Réf. 1 (yi1)23231
    Médiane de référence (yi2)44231
     
    | yi1-yi2 | ou
    Réf. 1 - médiane de référence
    21000
     
    (yi1+yi2)67462

    En remplaçant les éléments de l’équation de l’indice de B-C par leur valeur, on obtient :

    Equation
  5. La distance de Bray-Curtis par rapport à la médiane de référence est calculée de la même façon pour chaque station.
  6. Les résultats sont présentés pour chaque station, avec la moyenne (± erreur type) pour la zone.

    Le calcul des distances de Bray-Curtis avec la base de données fictive donnerait les résultats suivants :
    Le calcul des distances de Bray-Curtis
    StationΣ | yi1-yi2 |Σ (yi1+yi2)Distance de B-C
    par rapport à la médiane
    Moyenne
    ± erreur type
    Réf. 13250,120,18 ± 0,06
    Réf. 25310,16
    Réf. 311270,41
    Réf. 44320,13
    Réf. 52300,07
         
    Exp. 126540,480,43 ± 0,03
    Exp. 217410,41
    Exp. 317430,40
    Exp. 423450,51
    Exp. 513390,33

  7. Enfin, pour vérifier la présence éventuelle d’un effet dans la zone exposée, la distance de Bray-Curtis moyenne entre les stations de référence et la médiane de référence (0,18 ± 0,06) peut être comparée statistiquement à la distance moyenne entre les stations exposées et la médiane de référence (0,43 ± 0,03).

Indice de diversité de Simpson (D) : l’indice de diversité de Simpson tient compte tant de l’abondance et que de la richesse taxinomique de la communauté d’invertébrés. Il est calculé en déterminant la contribution relative (ou proportionnelle) de chaque catégorie taxinomique au total observé à chaque station. La valeur de D calculée pour chaque station devrait être indiquée, avec la moyenne (± erreur type, ± ET), la médiane et les valeurs maximale et minimale de D pour la zone. Le calcul de l’indice de diversité de Simpson s’effectue selon l’équation suivante (Krebs, 1985) :

Indice de diversité  de Simpson

où :
D = indice de diversité de Simpson
S = nombre total de taxons à la station
pi = proportion du ie taxon à la station

Densité de chaque taxon (famille) : nombre d’individus de chaque taxon (famille), exprimé par unité de surface (p. ex., nombre d’invertébrés/m2). Les valeurs de densité doivent être indiquées pour chacun des taxons à chaque station. Ces valeurs doivent être accompagnées de la moyenne (± erreur type) de chaque taxon pour la zone.

Abondance relative de chaque taxon (familles) : abondance relative (exprimée en pourcentage) de chaque taxon à chaque station. Ces valeurs doivent être accompagnées du pourcentage moyen (± erreur type) pour chaque taxon pour la zone.

Présence/absence de chaque taxon (familles) : présentée sous la forme d’une matrice indiquant la présence ou l’absence de chaque taxon à chaque station d’échantillonnage. Les colonnes correspondent aux stations, et les lignes, aux taxons.

Outre les descripteurs des invertébrés benthiques, les variables de suivi des sédiments sont également présentées (voir le chapitre 7).

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4.10 Évaluation des résultats

4.10.1 Effets sur la communauté d’invertébrés benthiques

L’objectif de l’étude de la communauté des invertébrés benthiques réalisée dans le cadre du Programme d’ESEE est de répondre à la question suivante :

« L’effluent a-t-il des effets sur la communauté d’invertébrés benthiques? »

La définition du terme « effet » est donnée à l’article 1 de l’annexe 5 du Règlement sur les effluents des mines de métaux.

Pendant les premières phases du programme de suivi et lors de la détermination de l’ampleur et de la portée géographique, les critères d’effet suivants sont calculés et rapportés. Ils servent à déterminer s’il y a des effets sur la communauté d’invertébrés benthiques :

  1. la densité totale des invertébrés benthiques;
  2. la richesse des taxons (familles);
  3. l’indice de régularité (de Simpson);
  4. l’indice de similarité (de Bray-Curtis).

Pour le volet des invertébrés benthiques, il est recommandé de calculer et de présenter également les critères d’appui suivants :

  • Indice de diversité de Simpson
  • Densité de chaque taxon (familles)
  • Abondance relative de chaque taxon (familles)
  • Présence/absence de chaque taxon (familles)

Tous ces critères, décrits en détail à la section précédente (4.9), sont essentiellement des paramètres sommaires choisis pour englober toute l’étendue des effets éventuels de l’effluent d’une mine de métaux.

De nombreux autres descripteurs des invertébrés benthiques sont proposés dans la documentation scientifique. Si on le souhaite, d’autres descripteurs propres au site peuvent être calculés et servir à étayer l’interprétation des effets. Resh et al. (1995) énumèrent les divers critères qui orientent la sélection de ces descripteurs et évaluent leur applicabilité à l’étude des invertébrés benthiques.

Pour les analyses statistiques et la détermination du niveau de puissance approprié, les recommandations relatives à l’établissement de la taille de l’effet et des valeurs de a et de b formulées à la section 8.6.1 demeurent valides. Il était recommandé dans cette section d’utiliser des valeurs de a et b égales ne dépassant pas 0,10. La méthode d’analyse convenant à chacun des types de plans d’étude (c.-à-d., ANOVA, ANCOVA, régression, analyse multivariable) est indiquée au tableau 4-1.

Une dernière mise en garde concernant l’étude des effets sur la communauté d’invertébrés benthiques s’impose. Il est essentiel que l’exploitant de la mine de métaux choisisse un plan d’étude propre au site afin de mener une évaluation appropriée. Il est donc vital de bien choisir la ou les zones de référence (voir la section 4.3.5). L’exemple assez courant qui suit illustre l’importance de sélectionner judicieusement la ou les zones de référence. Si une mine de métaux opte pour un plan contrôle-impact simple comportant une zone de référence en amont, ce sont les différences relevées entre la communauté en amont et la communauté en aval qui, selon leur importance, indiqueront la présence ou l’absence d’effets. Toutefois, si les communautés se trouvant en aval sont perturbées par un facteur tel que le rétablissement du débit original qui était obstrué en amont (p. ex., par une digue), ces communautés, bien que différentes de celles se trouvant en amont, pourraient ressembler davantage, mais sans nécessairement être similaires, à celles d’une zone de référence choisie dans un bassin hydrographique adjacent (ou plus éloignée du point de rejet). En pareilles circonstances, la sélection d’une zone de référence additionnelle (voir l’exemple fourni à la figure 4-2d) pourrait bien être justifiée en dépit des coûts supplémentaires découlant d’une telle décision, l’interprétation et l’évaluation des effets à chaque site pouvant alors être réalisées de façon appropriée. Dans cet exemple, les différences significatives relevées entre les zones en amont et en aval ne seront pas nécessairement considérées comme un effet si un nombre suffisant de données additionnelles tendent à démontrer le contraire.

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4.10.2 Prochaine étape

Une fois les données de suivi analysées, il faut décider de la prochaine étape du Programme d’ESEE. Cette étape dépend de la relation entre plusieurs facteurs clés, qui sont brièvement examinés ci-dessous.

La conclusion statistique de l’étude des invertébrés benthiques précédente

L’étude de la communauté d’invertébrés benthiques peut conduire à l’une des trois conclusions statistiques suivantes :

  1. aucun effet n’est détecté, mais la puissance est insuffisante (puissance < 0,90);
  2. aucun effet n’est détecté et la puissance est suffisante (puissance ≥ 0,90);
  3. un effet est détecté.

Si l’un des critères d’effet (densité totale des invertébrés, richesse des taxons, indice de régularité [de Simpson] et indice de similarité [de Bray-Curtis]) révèle la présence d’une différence statistiquement significative entre les zones exposées et les zones de référence (ou le long d’un gradient), il faut conclure à la présence d’un effet sur la communauté d’invertébrés benthiques. Diverses méthodes statistiques peuvent conduire à ce résultat. Le choix des méthodes dépend du plan d’étude du programme de suivi.

Si la puissance est insuffisante, la mine de métaux peut réévaluer le nombre de stations d’échantillonnage retenues ou le plan d’échantillonnage choisi de manière à ce que la prochaine étude ait la puissance requise.

Options du Programme d’ESEE lorsque des effets ont été décelés

Si des effets sur la communauté d’invertébrés benthiques sont détectés, il faudra répondre à la question suivante :

Les effets sont-ils liés à l’exploitation de la mine de métaux?

Les questions suivantes peuvent aider à déterminer si les effets observés sont effectivement liés à l’exploitation de la mine de métaux :

  • La cause des effets est-elle connue ou soupçonnée?
  • Les effets peuvent-ils être imputés à un changement naturel des conditions dans l’environnement aquatique récepteur?
  • Les effets peuvent-ils être raisonnablement corrélés à un facteur anthropique autre que l’effluent de la mine de métaux?
  • L’approche fondée sur le poids de la preuve indique-t-elle une relation de cause à effet (voir la section 4.11)?

Cette série de questions peut être utilisée comme approche pour permettre de déterminer si les effets observés sont liés à la mine de métaux. Si la présence de facteurs de confusion rend difficile la détermination des effets de l’effluent de la mine de métaux sur la communauté d’invertébrés benthiques, la mine de métaux devrait réexaminer le plan d’étude pour la phase suivante. Si les effets observés sont confirmés et que leur cause est inconnue, la mine de métaux passe à l’étape suivante de l’évaluation et de l’interprétation des données : la détermination de l’ampleur et de la portée géographique des effets.

L’ampleur et la portée géographique des effets sont-elles connues?

Si les effets observés sont confirmés (voir le chapitre 1 pour plus de détails sur les effets confirmés) et que leur cause est inconnue, la mine de métaux passe à l’étape suivante et détermine l’ampleur et la portée géographique des effets. Pour en savoir plus, veuillez consulter la section 4.2.2.


4.11 Autres outils pour le suivi ciblé, les approches fondées sur le poids de la preuve ou la recherche des causes

Un certain nombre d’autres outils et approches peuvent être utilisés pour la recherche des causes dans le cadre du Programme d’ESEE. Les méthodes décrites dans le présent guide ne se veulent pas exhaustives et les mines de métaux peuvent proposer d’autres approches scientifiquement défendables. Les outils doivent être rentables, reconnus dans les publications scientifiques et offerts par les laboratoires consultants, universitaires et gouvernementaux, et ils doivent satisfaire aux exigences du Programme d’ESEE.

Des renseignements complémentaires se trouvent dans les chapitres 9 et 12 du présent guide.

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4.11.1 Application des approches fondées sur le poids de la preuve à la recherche des causes des effets

Pour distinguer parmi les impacts cumulatifs d’agents de stress multiples, dont les effets peuvent parfois se confondre, il faut établir clairement un lien de cause à effet avec l’effluent étudié. Cette situation s’impose particulièrement dans le cadre des évaluations environnementales des écosystèmes aquatiques, car ces derniers reçoivent souvent plus d’un effluent présentant des effets interdépendants. L’évaluation des résultats d’un suivi est souvent fondée, dans une large mesure, sur les données de suivi sur le terrain. Or, si ces données permettent d’établir des corrélations entre l’effluent d’une mine de métaux et son effet présumé, elles ne révèlent pas l’existence d’une relation claire de cause à effet. L’utilisation d’une approche fondée sur le poids de la preuve alliant des informations de provenances diverses peut cependant faciliter l’établissement d’un tel lien. Pour en savoir plus sur l’utilisation des approches fondées sur le poids de la preuve, veuillez consulter les chapitres 9 et 12 du présent guide technique.

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4.11.2 Essais de toxicité létale et sublétale

Les essais de toxicité létale et sublétale peuvent être utilisés durant les études de l’ampleur et de la portée géographique des effets et de la recherche des causes lorsqu’un effet a été détecté ou lorsque des travaux antérieurs n’ont pas permis d’élucider de façon satisfaisante les causes. Ces méthodes permettent de déterminer directement la toxicité létale ou sublétale et de confirmer que les perturbations du benthos sont attribuables à la toxicité de l’effluent plutôt qu’à des facteurs de confusion. Par exemple, les effets néfastes sur la structure de la communauté d’invertébrés benthiques peuvent être dus à d’autres facteurs que la toxicité de l’effluent, dont des différences de conditions environnementales. Mais lorsque l’altération de la structure de la communauté s’accompagne d’une toxicité, l’effluent devrait être la cause des changements observés chez les invertébrés benthiques. Ces méthodes fournissent également des renseignements importants pour l’interprétation des effets notés sur le terrain lorsque les données sur la communauté d’invertébrés benthiques sont peu concluantes ou lorsque seulement des espèces tolérant la pollution sont présentes dans les sites exposés et les sites de référence.

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4.11.3 Analyse de carottes de sédiments pour l’étude des tendances historiques

Le profil sédimentaire des zones de sédimentation des plans d’eau peut refléter les conditions limnologiques récentes et anciennes (Frey, 1988). La détermination précise de l’âge des sédiments combinée à un inventaire des restes de certains organismes et végétaux (p. ex., diatomées, zooplancton, insectes) permet de retracer la chronologie des changements, lesquels sont souvent liés à la période d’influence anthropique. Cette façon de faire permet de reconstituer non seulement l’histoire du plan d’eau, mais aussi celle des bassins hydrographique et atmosphérique, et de distinguer les effets des événements naturels de ceux des perturbations anthropiques. De nombreux ouvrages ont été rédigés sur le sujet. Frey (1988) présente une synthèse des connaissances dans ce domaine. Malheureusement, ce type d’analyse exige une grande expertise, et les services paléolimnologiques demeurent peu disponibles. En outre, les analyses ne révèlent que les tendances qui se sont maintenues sur de longues périodes (plusieurs années à plusieurs décennies) du fait de la nature des processus de sédimentation comme la bioturbation. Le coût de ces analyses varie selon les caractéristiques des sites étudiés.

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4.11.4 Autres paramètres associés aux invertébrés benthiques et autres organismes

Les invertébrés benthiques sont les principaux organismes indicateurs dont l’utilisation est recommandée dans le cadre d’un Programme d’ESEE pour le suivi des effets sur les habitats du poisson. Toutefois, les niveaux d’identification et les mesures recommandés dans le présent guide ne constituent pas la liste des seules mesures permettant d’évaluer les communautés d’invertébrés benthiques. D’autres mesures comme la biomasse, un niveau d’identification taxinomique plus poussé, la production secondaire et divers paramètres rendant compte du degré d’adaptation des communautés d’invertébrés peuvent également se révéler utiles pour les programmes de suivi.

En milieu marin, la biomasse des invertébrés benthiquespeut livrer des informations additionnelles utiles parce qu’elle renseigne sur la quantité d’énergie disponible pour les autres niveaux trophiques (p. ex., poissons). Pour les communautés marines, certains chercheurs affirment qu’une analyse de l’abondance et de la biomasse des organismes benthiques fournit un indicateur sensible des changements de la composition de la communauté benthique (p. ex., Warwick, 1986; Warwick et al., 1987; Clarke, 1990; Burd et al., 1990). Ainsi, dans les échantillons marins, la distribution de la biomasse permet de séparer les trois principaux groupes fonctionnels d’organismes benthiques, soit la microfaune (organismes vivant à la surface des particules de sédiments), la méiofaune (organismes occupant les espaces interstitiels) et la macrofaune (organismes fouisseurs et épifaune) (Schwinghamer, 1981, 1983). Comme ces trois groupes d’organismes présentent des modes de reproduction, des rythmes métaboliques, des adaptations environnementales et des cycles vitaux différents, ils réagissent différemment aux perturbations de l’habitat. Cette particularité peut devenir fort importante dans les habitats infralittoraux arctiques, où l’abondance peut être faible mais les individus de grande taille. Toutefois, la mesure précise de la biomasse peut être fastidieuse et difficile (Crisp, 1984), à moins qu’elle soit effectuée selon un niveau de précision et une fréquence excédant la portée d’un Programme d’ESEE. Ainsi, l’analyse des échantillons prélevés dans le cadre d’un tel programme permet seulement de révéler les changements relatifs de biomasse. La méthode consiste à mesurer le poids humide égoutté de spécimens adultes de taille représentative de chacune des espèces répertoriées au cours de chaque étude. Comme cette méthode est non destructrice, la collection de référence peut être utilisée à cette fin avant la vérification externe ou l’archivage. Le poids moyen d’une espèce donnée peut alors être utilisé pour transformer les données d’abondance en biomasse relative aux fins de la réalisation d’analyses statistiques additionelles. Ces données n’indiquent que les changements relatifs importants et ne peuvent être utilisées pour déduire la production ou le flux trophique au sein des communautés benthiques.

Outre les invertébrés benthiques, plusieurs autres types de biote aquatique ont été envisagés en vue du Programme d’ESEE. Parmi les plus pertinents figuraient : 1) le phytoplancton; 2) les macrophytes; 3) le périphyton.

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Figures et tableaux

Le tableau 4-1 présente les plans d’études recommandés pour l’échantillonnage. Pour chacun des types de plans, le milieu récepteur, la zone de référence (ou zone de contrôle), la zone exposée (impact) et la méthode statistique sont indiqués.

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La figure 4-1 est une représentation schématique des échelles spatiales d’une zone de référence et d’une zone exposée, de stations répétées et de sous-échantillons de terrain pour un plan d’étude de type contrôle-impact.

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La figure 4-2 illustre six exemples de plans d’étude contrôle-impact. L’image (a) présente un plan contrôle-impact pour les cours d’eau simples ou les milieux estuariens homogènes. L’image (b) illustre un plan contrôle-impact modifié avec une zone de référence en aval pour les cours d’eau ou les estuaires. L’image (c) présente un exemple de plan pour l’étude de l’ampleur et de la portée géographique. L’image (d) illustre un plan contrôle-impact multiple pour les cours d’eau avec deux zones de référence. L’image (e) présente un plan contrôle-impact multiple pour les cours d’eau avec deux zones de référence ou à référence multiple dans des bassins hydrographiques adjacents. Enfin, l’image (f) illustre des lacs, des baies ou des bras de mer spatialement homogènes dont les caractéristiques d’habitat sont semblables à celles de la zone exposée.

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La figure 4-3 est une illustration de cinq exemples de plans d’étude par gradients. L’image (a) présente un plan par gradient linéaire pour les cours d’eau et les estuaires. L’image (b) illustre un plan par gradient linéaire pour les mines situées sur le bord d’un lac, le long d’une côte, dans une baie ou un fjord étroit. L’image (c) présente un plan par gradient radial pour les lacs ou les zones côtières. L’image (d) présente un plan par gradients multiples pour les rivières ou les ruisseaux d’eau douce. Enfin, l’image (e) présente un plan par gradients multiples pour les mines de métaux situées sur le bord d’un lac ou le long d’une côte.

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La figure 4-4 est une représentation schématique qui illustre l’emplacement des stations de référence et des stations exposées par rapport au point de rejet de l’effluent (sources multiples) dans une approche des conditions de référence.

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La figure 4-5 est un graphique qui illustre les niveaux de stress entraînant une perturbation déduits à partir de la position des sites de référence dans un espace d’ordination hybride multidimensionnel. Les bandes, basées sur des ellipses de probabilité de 90 %, 99 % et 99,9 %, sont désignées par les lettres A (non perturbé), B (potentiellement perturbé), C (perturbé) et D (fortement perturbé).

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Le tableau 4-2 présente les clés taxinomiques applicables à l’identification taxinomique des invertébrés benthiques. Chaque taxon est présenté avec les références taxinomiques normalement utilisées.

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Le tableau 4-3 illustre le niveau recommandé de résolution taxinomique pour les invertébrés benthiques dans un milieu marin, selon l’approche du plus bas niveau taxinomique pratique. Chaque taxon correspond à un niveau. Ces niveaux comprennent la famille, la classe, la sous-classe, le genre et l’espèce.

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Le tableau 4-4 établit une liste des clés taxinomiques correspondant aux invertébrés benthiques marins et estuariens du Canada. Les références sont énumérées en ordre alphabétique.

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Chapitre 5

5. Caractérisation de l’effluent et suivi de la qualité de l’eau

5.1 Aperçu

5.2 Fréquence d’échantillonnage

5.3 Variables mesurées

5.4 Emplacement de l’échantillonnage

5.5 Déclaration des résultats

5.6 Caractérisation de l’effluent

5.7 Suivi de la qualité de l’eau

5.8 Assurance et contrôle de la qualité pour le suivi de la qualité de l’eau

5.9 Références

Annexe 1 : Justifications du choix des paramètres à mesurer aux fins de la caractérisation de l’effluent et du suivi de la qualité de l’eau

Liste des tableaux


5. Caractérisation de l’effluent et suivi de la qualité de l’eau

5.1 Aperçu

La caractérisation de l’effluent et le suivi de la qualité de l’eau ont pour but de fournir des éléments de réponse à la question suivante : « Quelle est l’ampleur estimée du changement dans les concentrations de contaminants causé par l’activité minière au sein de la zone exposée? ». Les données recueillies lors de la caractérisation de l’effluent et du suivi de la qualité de l’eau seront utilisées aux fins suivantes :

  • surveiller les modifications de la qualité de l’eau et les conditions environnementales dans le milieu récepteur;
  • fournir des informations sur la variabilité de la qualité de l’effluent et des tendances temporelles ou saisonnières;
  • fournir des mesures de variables environnementales pour faciliter l’interprétation des résultats du suivi biologique (études des poissons et de la communauté d’invertébrés benthiques) et des évaluations de la toxicité sublétale.

La caractérisation de l’effluent s’effectue par l’analyse d’un échantillon d’effluent afin de fournir de l’information sur les concentrations de contaminants potentiels.

Le suivi de la qualité de l’eau est réalisé en prélevant des échantillons d’eau à chaque point de rejet de l’effluent dans la zone exposée et dans les zones de référence appropriées, et en analysant ces échantillons. De plus, des échantillons d’eau sont prélevés dans les zones d’échantillonnage des milieux récepteurs où la surveillance biologique est achevée, puis analysés (article 7 de l’annexe 5 du Règlement sur les effluents des mines de métaux [REMM]).

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5.2 Fréquence d’échantillonnage

La caractérisation de l’effluent et le suivi de la qualité de l’eau doivent être réalisés quatre fois par année civile, les prélèvements d’échantillons d’effluent et d’eau étant réalisés avec un intervalle d’au moins un mois pendant les périodes où la mine rejette des effluents (article 7 de l’annexe 5 du REMM). Il est recommandé, dans la mesure du possible, de prélever les échantillons destinés à la caractérisation de l’effluent et au suivi de la qualité de l’eau une fois par trimestre civil. Il est également recommandé de prélever les échantillons destinés à ces deux fins le même jour.

Il convient de tenir compte des facteurs suivants pour décider du moment auquel les aliquotes d’échantillons d’effluent seront prélevés pour la caractérisation des effluents :

  • la variabilité saisonnière de la composition et du débit de l’effluent;
  • le temps de l’année où le prélèvement des échantillons d’effluent a été effectué antérieurement;
  • le temps de l’année où l’échantillonnage est réalisé aux fins du suivi de la qualité de l’eau;
  • le temps de l’année où il est attendu que les concentrations des substances nocives réglementées soient maximales dans la zone exposée.

Aux fins du suivi de la qualité de l’eau, les facteurs suivants devraient être pris en considération pour décider du moment où les échantillons d’eau seront prélevés dans le milieu récepteur :

  • la variabilité saisonnière de la qualité et du débit de l’eau dans la zone exposée;
  • le temps de l’année où il est attendu que les concentrations des substances nocives réglementées soient maximales dans la zone exposée;
  • le temps de l’année où des échantillons d’eau ont été prélevés antérieurement aux fins du suivi de la qualité de l’eau;
  • le temps de l’année où l’échantillonnage est réalisé aux fins de la caractérisation de l’effluent;
  • le temps de l’année où la surveillance biologique est réalisée.

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5.3 Variables mesurées

La caractérisation de l’effluent et le suivi de la qualité de l’eau sont assurés par l’analyse des paramètres présentés au tableau 5.1. Si une mine n’utilise pas de cyanure comme réactif de procédé dans la zone d’exploitation, il n’est pas nécessaire de l’enregistrer (alinéa 7(1)d) de l’annexe 5 du REMM). En outre, si la concentration de mercure total est inférieure à 0,10 mg/L dans 12 échantillons consécutifs, l’enregistrement de cette concentration peut être arrêté (paragraphe 4(3) de l’annexe 5 du REMM).Environnement Canada que la mine satisfait à l’exigence susmentionnée. Aussi, le tableau 5.1 comprend des paramètres optionnels qui sont recommandés en fonction des caractéristiques du site. Afin de procéder à une caractérisation chimique plus approfondie, le propriétaire ou l’exploitant de la mine peut enregistrer les mesures de ces paramètres. En plus des paramètres requis présentés dans le tableau qui suit, la mesure de certains paramètres de l’effluent, telles la conductivité et les concentrations de sulfates ou de chlorures, peut être utile. En effet, ces substances pourraient servir de traceurs afin de délimiter la zone de mélange de l’effluent dans la zone exposée. En outre, les concentrations de calcium, de magnésium, de chlorures, de potassium, de sodium, de sulfates et de carbone organique dissous peuvent servir à estimer la toxicité potentielle de certains métaux en utilisant l’approche du modèle de ligand biotique (p. ex., U.S. EPA, 2007; Reiley, 2007). Enfin, la justification des paramètres utilisés pour la caractérisation de l’effluent et le suivi de la qualité de l’eau figure dans l’annexe 1.

Tableau 5-1 : Paramètres mesurés pour la caractérisation de l’effluent et le suivi de la qualité de l’eau (description longue)
Paramètres de la qualité de l’effluent1
(article 4 de l’annexe 5 du REMM)
Paramètres de la qualité de l’eau1
(article 7 de l’annexe 5 du REMM)
Paramètres particuliers au site3
(exigence non réglementaire)
AluminiumAluminiumFluorures
CadmiumCadmiumManganèse
FerFerUranium
Mercure4Mercure4Phosphore total
MolybdèneMolybdèneCalcium
AmmoniacAmmoniacChlorures
NitratesNitratesMagnésium
DuretéDureté6,7Potassium
AlcalinitéAlcalinité6,7Sodium
SéléniumArsenicSulfates
Conductivité électrique2,10CuivreThallium
Température2PlombThiosels totaux
 NickelProfondeur de l’eau2
 ZincProfondeur optique ou transparence2
 Radium 2269Carbone organique dissous
 Cyanures5Carbone organique total
 Matières totales en suspensionDébit d’eau
 Concentration d’oxygène dissous2 
 Température2 
 pH2,6,7 
 Salinité2,7,8 
 Sélénium 
 Conductivité électrique10 

1 Toutes les concentrations sont des valeurs totales; les concentrations dissoutes peuvent également être déclarées; les charges de l’effluent (article 20 du REMM) doivent également être calculées et déclarées.
2 Paramètres mesurés in situ.
3 Ces paramètres additionnels sont des contaminants potentiels ou des variables environnementales complémentaires; les analyses permettant d’en déterminer la valeur sont facultatives et peuvent être effectuées si des données historiques de surveillance propres au site ou des données géochimiques attestent de leur utilité.
4 L’enregistrement de la concentration de mercure total dans l’effluent peut être arrêté si la concentration mesurée est inférieure à 0,10 mg/L dans 12 échantillons consécutifs (paragraphe 4(3) de l’annexe 5 du REMM).
5 Il n’est pas nécessaire de mesurer les cyanures si on n’en utilise pas comme réactifs de procédé dans la zone d’exploitation (alinéa 7d) de l’annexe 5 du REMM).
6 Dans le cas d’un effluent rejeté dans de l’eau douce, enregistrer le pH, la dureté et l’alcalinité des échantillons d’eau.
7 Dans le cas d’un effluent rejeté dans de l’eau estuarienne, enregistrer le pH, la dureté, l’alcalinité et la salinité des échantillons d’eau.
8 Dans le cas d’un effluent rejeté dans de l’eau de mer, enregistrer la salinité des échantillons d’eau.
9 Il n’est pas nécessaire de mesurer les concentrations de radium 226 si les conditions mentionnées au paragraphe 13(2) de REMM sont remplies.
10 Veuillez vous référer au document d’Environnement Canada : Document d’orientation pour l’échantillonnage et l’analyse des effluents de mines de métaux (SPE 2/MM/5) pour les références aux méthodes de mesure. La calibration de la température et la procédure de compensation de la température lors d’une mesure de conductivité doivent être faites selon les indications du fabriquant de l’appareil de mesure.

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5.3.1 Calcul des charges

En vertu de l’article 20 du REMM, le propriétaire ou l’exploitant de la mine est tenu d’enregistrer les charges totales mensuelles des substances nocives réglementées par le REMM. Dans le cadre de la caractérisation de l’effluent, la mine devrait également signaler les charges des autres contaminants mesurées aux fins de la caractérisation de l’effluent. Le calcul des charges peut être effectué en multipliant la concentration moyenne mensuelle de chaque substance nocive dans l’effluent par le volume mensuel total d’effluent rejeté durant la période de temps considérée (habituellement un an pour la caractérisation de l’effluent).

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5.4 Emplacement de l’échantillonnage

Les échantillons destinés à la caractérisation de l’effluent doivent être prélevés à chaque point de rejet final déterminé par le propriétaire ou l’exploitant de la mine, conformément au REMM(paragraphe 4(2) de l’annexe 5).

De plus amples renseignements sur la façon de choisir les zones d’échantillonnage pour la caractérisation de l’effluent sont présentés dans le Document d’orientation pour l’échantillonnage et l’analyse des effluents des mines de métaux : rapport final (Fowlie et al., 2001). Ce document traite principalement des méthodes permettant le prélèvement d’échantillons d’effluent à partir de sources ponctuelles (à la sortie de l’émissaire). S’il est envisagé de prélever des échantillons à partir de sources diffuses, il convient d’examiner la pertinence des zones et des méthodes de prélèvement projetées avec l’agent d’autorisation.

Le suivi de la qualité de l’eau est réalisé en prélevant des échantillons d’eau dans la zone exposée entourant le point d’entrée de l’effluent dans l’eau à partir de chaque point de rejet final ainsi qu’à partir des zones de référence connexes (paragraphe 7(1) de l’annexe 5 du REMM). Selon toute vraisemblance, ces points de prélèvement ne seront pas les mêmes que ceux servant au suivi biologique. Lors du choix des points de prélèvement dans la zone exposée, le propriétaire ou l’exploitant d’une mine devrait tenir compte de l’endroit où la concentration de l’effluent est la plus élevée.

En plus des éléments susmentionnés, le propriétaire ou l’exploitant d’une mine doit prélever des échantillons d’eau dans les zones de prélèvement retenues pour les études sur les populations et les tissus de poissons ainsi que pour celles sur les communautés d’invertébrés benthiques. Le suivi de la qualité de l’eau est donc réalisé en même temps que les études de suivi biologique, si la mine doit réaliser de telles études (sous-alinéa 7(1)a(ii) de l’annexe 5 du REMM). Pour ce faire, les paramètres de surveillance de la qualité de l’eau présentés dans le tableau 5.1 sont mesurés dans ces échantillons d’eau.

Il est recommandé de prélever au moins trois échantillons d’eau à chaque station d’échantillonnage afin d’obtenir une estimation de la variabilité et de déterminer si les concentrations des contaminants sont homogènes à l’intérieur de la station. Toutefois, cette façon de faire pourrait ne pas être suffisamment robuste pour permettre une analyse statistique des données. La sélection de stations additionnelles à l’intérieur de chaque zone de prélèvement pourrait permettre de mieux caractériser la répartition des concentrations des contaminants dans la zone exposée. Au moins un échantillon composite constitué de quelques sous-échantillons prélevés en divers endroits de la station devrait être produit.

Lorsque les zones de prélèvement des invertébrés benthiques et/ou des poissons sont relativement éloignées des stations d’échantillonnage pour le suivi de la qualité de l’eau, il est fortement recommandé de prélever concurremment des échantillons d’eau aux stations d’échantillonnage pour le suivi routinier de la qualité de l’eau. De cette façon, les résultats des analyses des échantillons d’eau prélevés dans les zones de prélèvement des invertébrés benthiques et/ou des poissons pourront être comparés à ceux des analyses des échantillons prélevés dans les stations de suivi de la qualité de l’eau.

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5.5 Déclaration des résultats

Les résultats des analyses effectuées pour la caractérisation de l’effluent et le suivi de la qualité de l’eau doivent être présentés à l’agent d’autorisation dans le rapport des études de suivi de l’effluent et de la qualité de l’eau (article 8 de l’annexe 5 du REMM). Plus particulièrement, ce rapport réalisé au cours d’une année civile doit être présenté à l’agent d’autorisation au plus tard le 31 mars de l’année suivante. Veuillez consulter le chapitre 10 pour en savoir plus sur la présentation électronique des données sur la caractérisation de l’effluent et le suivi de la qualité de l’eau. Par ailleurs, ce rapport annuel devrait comprendre les renseignements décrits ci-après.

(Veuillez noter que dans la liste qui suit, les exigences réglementaires (selon l’article 8 de l’annexe 5 du REMM) sont écrites en italique et sont suivies de recommandations et de descriptions supplémentaires).

a) Les dates de prélèvement des échantillons pour la caractérisation de l’effluent, les essais de toxicité sublétale et le suivi de la qualité de l’eau, notamment :

  • dates pour la caractérisation de l’effluent, à raison de quatre fois par année civile et à au moins un mois d’intervalle (paragraphe 7(2) de l’annexe 5 du REMM), lorsque la mine rejette un effluent;
  • dates pour le suivi de la qualité de l’eau, à raison de quatre fois par année civile et à au moins un mois d’intervalle (paragraphe 7(2) de l’annexe 5 du REMM), lorsque la mine rejette un effluent;
  • dates pour les essais de toxicité sublétale, à raison de deux fois par année civile pendant les trois premières années et une fois par année après cela, le premier essai se faisant sur un échantillon d’effluent prélevé au plus tard six mois après la date à laquelle la mine est assujettie à l’article 7 du présent règlement(article 6 de l’annexe 5 du REMM). Les dates des essais de toxicité sublétale devraient correspondre à celles de la caractérisation de l’effluent, compte tenu que les échantillons pour les essais de toxicité sublétale doivent être constitués par une portion aliquote d’échantillons prélevés pour la caractérisation de l’effluent;
  • si le nombre d’essais requis n’a pas été effectué, en préciser la raison (c.-à-d. le nombre de jours de rejet de cet effluent ou les conditions de l’habitat qui ont empêché le prélèvement d’échantillons pour la caractérisation de l’effluent et/ou le suivi de la qualité de l’eau).

b) L’emplacement des points de rejet final où les échantillons ont été prélevés pour la caractérisation de l’effluent, en prenant soin de noter que la caractérisation de l’effluent doit être réalisée à TOUS les points de rejet final établis.

c) L’emplacement du point de rejet final où les échantillons ont été prélevés pour les essais de toxicité sublétale et les données qui ont servi à le sélectionner conformément au paragraphe 5(2) du REMM :

  • indiquer à quel point de rejet final les échantillons d’effluent ont été prélevés pour les essais de toxicité sublétale;
  • indiquer pourquoi ce point de rejet final a été choisi, s’il y a plus d’un point de rejet sur le site minier (p. ex., effluent rejeté dans un milieu récepteur sensible, effluent ayant la charge massique la plus élevée, etc.).

d) La latitude et la longitude des zones d’échantillonnage utilisées pour le suivi de la qualité de l’eau, exprimées en degrés, minutes et secondes, et une description qui permet de reconnaître l’emplacement de ces zones :

  • si des données autres que la latitude et la longitude sont utilisées (p. ex., UTM) pour l’emplacement de la station de prélèvement, Ressources naturelles Canada fournit des outils sur le Web qui permettent de faire la conversion;
  • une description des stations de prélèvement (avec des cartes si possible) permettant de localiser l’emplacement des zones de prélèvement; par exemple, « échantillon d’eau recueilli sous le premier pont ». Cette description doit faciliter le prélèvement d’autres échantillons aux mêmes stations.

e) Les résultats de la caractérisation de l'effluent, des essais de toxicité sublétale et du suivi de la qualité de l'eau, notamment :

  • les résultats de toutes les analyses physicochimiques effectuées sur les échantillons de l’effluent, des essais de toxicité sublétale et du suivi de la qualité de l’eau;
  • les résultats obtenus pour tous les paramètres requis ainsi que pour les paramètres optionnels propres au site (voir le tableau 5.1);
  • les rapports de laboratoire sur les essais de toxicité sublétale doivent être joints au rapport annuel.

f) Les méthodes utilisées pour la caractérisation de l'effluent et le suivi de la qualité de l'eau, ainsi que les limites de détection de ces méthodes :

  • certaines méthodes de prélèvement des échantillons sont décrites dans le Document d’orientation pour l’échantillonnage et l’analyse des effluents des mines de métaux : rapport final (Fowlie et al., 2001); version électronique disponible à : http://dsp-psd.communication.gc.ca/Collection/En49-24-1-39F.pdf;
  • préciser la méthode utilisée pour la caractérisation de l’effluent et le suivi de la qualité de l’eau (spectrométrie de masse à plasma induit par haute fréquence [SM-PIHF], spectrométrie d'absorption atomique à four en graphite [SAA-FG]);
  • indiquer les limites de la méthode de détection utilisée (pour les substances délétères du REMM, les limites de détection données à l’annexe 3 devraient être respectées); voir la section 5.6.2 pour la limite de détection qui s’applique au mercure; veuillez aussi noter que les recommandations pour la qualité de l’eau pour la protection de la vie aquatique du Conseil canadien des ministres de l’environnement (CCME) ou d’autres recommandations provinciales pour la qualité de l’eau devraient aussi être prises en considération;
  • indiquer si les recommandations pour la qualité de l’eau pour la protection de la vie aquatique du CCME sont respectées.

g) Les précisions voulues sur les mesures d’assurance de la qualité et de contrôle de la qualité qui ont été prises ainsi que les données associées à leur mise en œuvre :

  • fournir une brève description des mesures d’AQ/CQ qui ont été prises et les résultats concernant le prélèvement d’échantillons d’effluent et d’eau, leur expédition et leur conservation;
  • pour de plus amples renseignements, veuillez consulter les sections 7.3 à 7.5 du Document d’orientation pour l’échantillonnage et l’analyse des effluents des mines de métaux : rapport final (Fowlie et al., 2001) à l’adresse : http://dsp-psd.communication.gc.ca/Collection/En49-24-1-39F.pdf ainsi que la section 5.8 du présent document.

Puisque les échantillons pour la caractérisation de l’effluent sont des portions aliquotes d’échantillons prélevés pour le suivi de la conformité de l’effluent, les mesures du pH et des concentrations des substances nocives (arsenic, cuivre, cyanures totaux, plomb, nickel, zinc, radium 226 et matières totales en suspension) devraient être indiquées dans les rapports sur la caractérisation de l’effluent et le suivi de la qualité de l’eau de chaque mine.

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5.6 Caractérisation de l’effluent

5.6.1 Méthodes d’échantillonnage et analyses en laboratoire

Comme les échantillons d’effluent utilisés aux fins de la caractérisation sont des portions aliquotes des échantillons prélevés aux fins du suivi de la conformité de l’effluent, comme le stipule le REMM, les spécifications et recommandations relatives aux méthodes d’échantillonnage et d’analyse chimique présentées dans le Document d’orientation pour l’échantillonnage et l’analyse des effluents des mines de métaux : rapport final (Fowlie et al., 2001) s’appliquent également à la caractérisation de l’effluent réalisée dans le cadre du programme d’ESEE. Le volume d’effluent prélevé devrait être suffisant pour permettre toutes les analyses et tous les essais et la constitution d’échantillons connexes à des fins de contrôle de la qualité (p. ex., échantillons de terrain et de laboratoire en double et échantillons validés par ajout connu).

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5.6.2 Modification de la limite de détection de la méthode pour le mercure

La limite de détection de la méthode pour le mercure dans l’effluent a été modifiée et fixée à 0,01 µg/L (0,000 01 mg/L) de manière à ce que la concentration de 0,1 µg/L stipulée au paragraphe 9c) de l’annexe 5 du Règlement sur les effluents des mines de métaux puisse être détectée avec confiance. Voici des méthodes d’analyse qui permettent d’atteindre ce niveau de détection : la spectrométrie d’absorption atomique à vapeur froide (SSAVF), la spectrométrie de fluorescence atomique à vapeur froide (SFAVF) et la spectrométrie de masse avec plasma induit par haute fréquence (SM-PIHF).

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5.6.3 Méthodes de dosage des thiosels

Les thiosels totaux sont un paramètre optionnel propre au site qui peut être mesuré dans l’effluent de la mine; toutefois, les méthodes d’échantillonnage ou d’analyse ne sont pas dans le Document d’orientation pour l’échantillonnage et l’analyse des effluents des mines de métaux : rapport final (Fowlie et al., 2001). Les thiosels sont des composés ioniques renfermant du soufre et de l’oxygène solubles qui résultent de l’oxydation incomplète de minéraux sulfurés. Ils peuvent être produits lorsque les minéraux sulfurés entrent en contact avec de l’oxygène, mais en pratique, ils se forment habituellement durant le traitement des minerais contenant de tels minéraux. Si des thiosels se retrouvent dans un effluent, leur oxydation sera complète lors du rejet de ce dernier, produisant de l’acide sulfurique et réduisant le pH dans la zone exposée. Une telle modification du pH dans les eaux réceptrices pourrait aussi être reliée à de faibles concentrations de thiosels et à la spéciation des thiosels, qui ne peut pas être entièrement abordée au moyen des techniques analytiques courantes (Vigneault et al., 2002). À une concentration de 10 ppm, la dégradation des thiosels peut encore potentiellement faire baisser le pH à 3,7 dans une eau réceptrice non tamponnée (Vigneault et al., 2002). Des renseignements sur la spéciation des thiosels peuvent être requis afin de prévoir la chute du pH, puisque les différents types de thiosels peuvent produire des quantités différentes d’acidité et sont stables dans des conditions nettement différentes.

Malgré la capacité des thiosels à altérer le pH des eaux réceptrices, la toxicité due aux thiosels dans les effluents de mines est limitée à quelques sites. Cela peut être dû à la faible toxicité des thiosels pour les animaux. Les thiosels ne sont pas considérés comme ayant une létalité aiguë dans les effluents des mines. C’est pourquoi la concentration létale pour la Truite arc-en-ciel est supérieure à 800 mg/L (Schwartz et al., 2006). Des essais de toxicité sublétale suggèrent en outre que la sensibilité des espèces aquatiques aux thiosels et la toxicité des différents anions composant les thiosels varient d’un ordre de grandeur. Schwartz et al. (2006) ont d’ailleurs signalé que Ceriodaphnia dubia était l’espèce la plus sensible des espèces utilisées lors des essais dans le cadre des ESEE. La concentration inhibitrice 25 % était équivalente à 60 mg/L pour le thiosulfate, tandis que les tétrathionates se sont avérés beaucoup moins toxiques. Au Canada, peu de mines ont des problèmes connus liés aux thiosels, mais le potentiel d’en générer existe sur de nombreux sites miniers. Dans le Programme d’ESEE, le dosage des thiosels totaux aux fins de la caractérisation des effluents et du suivi de la qualité de l’eau est facultatif.

La concentration totale de thiosels est habituellement déterminée au moyen d’une méthode de titrage ayant une limite de détection d’environ 10 ppm (exprimée en thiosulfates) (Makhija et Hitchen, 1979). Le thiosulfate est stable à un pH neutre et instable à un faible pH, alors que l’inverse est vrai pour les polythionates. Pour déterminer la concentration des différentes espèces de thiosels en solution dans la gamme des parties par milliard, on peut se servir de la chromatographie par échange d’ions. Cependant, cette technique est difficile à appliquer à des échantillons de terrain en raison de l’instabilité des thiosels. Afin de mieux prévoir les impacts environnementaux des thiosels et la dégradation de ces derniers, plus de renseignements sur la spéciation in situ et des méthodes de mesure ayant des limites de détection plus basses sont nécessaires.

Le principal inconvénient soulevé au sujet de cette méthode est qu’il faut analyser les échantillons dans les 24 heures suivant leur prélèvement. Étant donné que toute méthode de conservation existante a ses limites, il n’y a en fait rien qui puisse remplacer une analyse immédiate (O'Reilly et al., 2001). Par conséquent, le dosage des thiosels totaux devrait idéalement être effectué sur le terrain, et selon toute probabilité, aux seuls endroits où des problèmes liés à ces substances ont été décelés. Une autre option est de congeler les échantillons immédiatement après leur prélèvement en vue de les analyser dans les sept jours qui suivent. Dans ce cas, il importe de préciser que la stabilité des thiosels peut être compromise si les échantillons congelés sont conservés plus longtemps. Autrement, une résine échangeuse d’ions peut être utilisée pour préconcentrer et conserver les thiosels (Drushel et al., 2003; Vigneault et al., 2002).


5.7 Suivi de la qualité de l’eau

5.7.1 Préparation en vue des travaux sur le terrain

La manipulation des produits chimiques utilisés pour le nettoyage, le fonctionnement et l’étalonnage de l’équipement, le prélèvement, la conservation ou le traitement des échantillons devrait être confiée uniquement à des personnes qualifiées, et les informations appropriées sur la santé et la sécurité (p. ex., fiches signalétiques) devraient être disponibles.

Des protocoles et modes opératoires normalisés (MON) écrits (énonçant notamment les exigences en matière d’assurance et de contrôle de la qualité [AQ/CQ]) devraient être accessibles en tout temps, de façon à ce que l’utilisation de l’équipement se fasse de façon appropriée et sécuritaire. Il est également recommandé de préparer des formulaires de données et des carnets de manière à ce que les notes et les données puissent être consignées rapidement et efficacement sur le terrain. Il importe également de prévoir des formulaires supplémentaires en cas d’erreur ou de perte. Ces formulaires et carnets de terrain devraient être résistants à l’eau et aux déchirures. Dans certaines circonstances, l’enregistrement de bandes audio ou vidéo peut se révéler utile.

Tout le matériel utilisé pour le prélèvement et la manipulation des échantillons devrait être nettoyé, et toutes leurs composantes, inspectées avant chaque sortie sur le terrain, afin de s’assurer qu’elles fonctionnent bien (p. ex., assemblage sur place, fonctionnement). Les principaux instruments ou dispositifs devraient être munis d’une trousse de réparation afin de ne pas être pris au dépourvu en cas de panne ou de perte de pièces amovibles. Enfin, de l’équipement, des piles et des dispositifs d’échantillonnage de réserve devraient être disponibles. Les appareils utilisés pour les mesures sur le terrain des paramètres de la qualité de l’eau devrait être correctement étalonnés, conformément aux recommandations du fabricant.

Tous les récipients à échantillons et agents de conservation requis devraient être fournis par le laboratoire chargé par contrat d’effectuer les analyses. De préférence, les bouteilles devraient être neuves, inutilisées et certifiées propres. S’il s’agit de bouteilles déjà utilisées, il faut les nettoyer en employant une méthode reconnue et utiliser un système de contrôle de numéros de lot et confirmer leur état de propreté à l’aide de blancs (Fowlie et al., 2001).

Avant chaque sortie sur le terrain, tous les récipients destinés à l’entreposage, au transport et au prélèvement des échantillons, y compris les récipients de réserve en cas de perte ou de bris, devraient être nettoyés et étiquetés correctement (c.-à-d. étiquettes adhésives imperméables permettant l’inscription de données à l’aide d’un stylo à encre indélébile efficace sur des surfaces mouillées). Ces récipients devraient être pourvus de couvercles hermétiques; les couvercles avec revêtement appropriés devraient être utilisés pour prévenir la contamination (p. ex., doublés d’un matériau inerte comme le téflon, et non en papier ou en carton). La liste des échantillons à prélever et le registre de suivi des échantillons devraient être préparés avant chaque échantillonnage. La tenue de ce registre devrait être confiée à une personne chargée d’assurer la surveillance des échantillons depuis leur prélèvement jusqu’à leur analyse et leur élimination ou leur archivage.

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5.7.2 Mesure sur le terrain des paramètres de la qualité de l’eau

Les paramètres de la qualité de l’eau couramment mesurés in situ sont la concentration d’oxygène dissous, le pH, la conductivité, la température et, pour les milieux marins seulement, la salinité. La profondeur de l’eau dans la zone d’échantillonnage et celle à laquelle l’échantillon d’eau a été prélevé devraient être notées, de même que la profondeur optique ou transparence. Le débit devrait également être mesuré dans les milieux lotiques. Les mesures des paramètres courants de la qualité de l’eau peuvent être prises in situ ou à partir d’un échantillon d’eau, dans l’embarcation ou sur la rive, immédiatement après le prélèvement de l’échantillon du moment que le prélèvement a été fait à la profondeur requise. Si l’oxygène dissous est mesuré une fois sur le rivage, il faut faire particulièrement attention de ne pas laisser d’air s’introduire dans l’échantillon d’eau.

Dans les plans d’eau peu profonds (≤ 2 m), les paramètres courants de la qualité de l’eau peuvent être mesurés au milieu de la colonne d’eau. Si la profondeur du plan d’eau est de 2 à 4 m, les mesures devraient être prises à deux profondeurs, soit à environ 25 cm du fond et à 25 cm sous la surface. Dans les plans d’eau plus profonds, les paramètres courants sont mesurés sur toute la colonne d’eau. Les mesures de la conductivité, du pH, de la dureté, de l’alcalinité, de la salinité, de la température et de la teneur en oxygène dissous devraient être prises près du fond et dans la colonne d’eau, à des intervalles de un à cinq mètres selon la profondeur totale. Par exemple, si la profondeur est de 5 m, ces paramètres devraient être mesurés à chaque mètre. À une profondeur de 25 m, les mesures devraient être prises à tous les cinq mètres.

En eau profonde, on doit utiliser un échantillonneur péristaltique muni de tubes en téflon d’une longueur adéquate de préférence à tout autre type de pompes. Si d’autres types d’échantillonneurs sont utilisés, ils doivent être pourvus d’un revêtement en téflon et non métallique. L’échantillonnage doit se faire en partant de la station la moins contaminée à la plus contaminée, et il faut procéder à un rinçage avec de l’acide nitrique dilué et de l’eau distillée entre les stations. Les résidus de rinçage doivent être recueillis et retournés au laboratoire afin d’être éliminés de façon appropriée. Des échantillons témoins (blancs) devraient être employés avant et après l’utilisation de l’échantillonneur afin de vérifier s’il n’y a pas eu une contamination des échantillons (Fowlie et al., 2001).

La réalisation des profils verticaux est facilitée par l’emploi d’un enregistreur de données (ou d’un instrument équivalent) équipé d’une sonde d’oxygène dissous et d’un agitateur, ainsi que de sondes de pH, de conductivité, de profondeur et de température qui évaluent la qualité de l’eau simultanément dans toute la colonne d’eau. Un enregistreur de données est particulièrement utile dans les plans d’eau profonds (> 50 m). Durant la réalisation du profil, l’utilisateur est en mesure d’observer les données recueillies et de noter les zones présentant un intérêt particulier pendant la descente et la remontée de l’appareil (hausses soudaines de la conductivité, thermocline, valeurs inhabituelles, etc.). Les données sont notées manuellement ou stockées directement dans l’enregistreur. Afin de compléter les données informatisées, il importe de consigner les mesures à la main, sur des formulaires de données, à intervalles de 2 ou 5 m selon la profondeur totale du profil.

Dans les plans d’eau peu profonds, l’utilisation d’instruments portatifs est souvent la façon la plus pratique de mesurer les paramètres de la qualité de l’eau in situ, car ils sont légers et il en existe plusieurs modèles. Leur emploi est toutefois limité, car les sondes et les câbles qui les relient à l’unité portative n’atteignent généralement que des profondeurs de 2 à 5 m. En outre, ces instruments nécessitent habituellement un entretien et un étalonnage plus réguliers; ils demandent donc des soins particuliers pour assurer leur bon état de fonctionnement. Il est aussi recommandé de tenir des registres d’étalonnage et d’entretien.

La profondeur de l’eau peut être mesurée indirectement à l’aide d’un sonar de pêche ou directement au moyen d’un ruban étalonné, d’un câble ou d’une perche de sondage étalonné. Divers niveaux de précision sont requis selon la profondeur de l’eau :

  • Profondeur de l’eau moins de 2 m : niveau de précision recommandé ± 25 cm
  • Profondeur de l’eau 2 à 10 m : niveau de précision recommandé ± 50 cm
  • Profondeur de l’eau Plus de 10 m : niveau de précision recommandé ± 1 m

La profondeur optique est une mesure de la transparence de l’eau qui est mesurée à l’aide d’un turbidimètre sur le terrain ou en laboratoire. On peut également se servir d’un disque de Secchi. Ce dispositif est un disque de 20 cm de diamètre dont deux quartiers opposés sont peints en blanc, les deux autres en noir. Le disque est attaché à un ruban étalonné. Pour mesurer la profondeur optique, le disque est mouillé dans un secteur ombragé et il est descendu jusqu’à ce qu’il disparaisse de vue. Le disque est ensuite remonté vers la surface et la profondeur à laquelle il réapparaît est notée. Au moins deux mesures devraient être prises à chaque station d’échantillonnage, et l’estimation de la profondeur optique est fondée sur la valeur médiane de ces mesures. Les mesures devraient être prises au milieu de journée sans porter des lunettes de soleil (Nielsen et Johnson, 1983).

Un examen sommaire des données de qualité de l’eau devrait être fait pendant l’échantillonnage afin de vérifier qu’aucune erreur de mesure ou d’enregistrement n’a été commise. En cas d’erreur due à l’instrument ou d’erreur d’échantillonnage, ceci permet de remplacer l’instrument défectueux ou d’en vérifier le fonctionnement. Il est recommandé d’inspecter quotidiennement tous les dispositifs d’échantillonnage et de mesure afin de s’assurer de leur bon fonctionnement et, au besoin, de les étalonner.

Il est recommandé de consigner les mesures et les observations additionnelles suivantes sur le terrain :

  • numéros de l’échantillon, des réplicats et identification du site (p. ex., nom);
  • date et heure du prélèvement;
  • conditions météorologiques et autres facteurs au moment de l’échantillonnage (p. ex., vitesse et direction du vent, action des vagues, courant, marée, intensité du trafic maritime, température de l’air et de l’eau, épaisseur de la glace [le cas échéant]);
  • emplacement de la station (p. ex., coordonnées de positionnement) et des points de prélèvement des réplicats d’échantillons;
  • type de plate-forme ou d’embarcation utilisée pour l’échantillonnage (p. ex., dimensions, puissance, type de moteur);
  • nom des personnes participant à l’échantillonnage;
  • informations concernant tout incident imprévu survenu durant la manipulation de l’échantillonneur (p. ex., contamination des échantillons, défectuosité ou bris d’équipement, aspect inhabituel, maîtrise du dispositif d’échantillonnage durant sa descente);
  • écarts par rapport aux modes opératoires normalisés.

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5.7.3 Prélèvement d’échantillons d’eau destinés aux analyses en laboratoire

Le programme de suivi de la qualité de l’eau consiste principalement à prélever des échantillons d’eau sur le terrain et à les expédier à un laboratoire pour analyse et comporte la mesure des concentrations de métaux, de nutriants, des principaux anions et cations et de plusieurs autres paramètres généraux de la qualité de l’eau.

L’analyse des métaux totaux (valeurs totales) est requise (article 4 de l’annexe 5 du REMM) pendant le suivi de la qualité de l’eau, les études ayant souvent montré qu’il n’y a aucune différence entre les « métaux totaux » et les « métaux dissous » (ESG, 1999). Cependant, des différences importantes entre ces deux concentrations peuvent être trouvées dans certains cas, et l’analyse des métaux dissous et des métaux totaux pourrait s’avérer utile sur un site en particulier dans le contexte de la recherche de causes.

En général, les échantillons d’eau devraient être prélevés à deux profondeurs, soit sous la surface (épilimnion) et près du fond (hypolimnion) pour obtenir des échantillons des deux zones de la colonne d’eau (au-dessus et au-dessous de la thermocline). Si la profondeur de l’eau est égale ou inférieure à 2 m, un prélèvement réalisé au milieu de la colonne d’eau ou à au moins 15 cm sous la surface de l’eau suffit. Les échantillons prélevés sous la surface peuvent être recueillis à la main directement dans la bouteille d’échantillonnage.a

L’utilisation d’échantillonneurs non métalliques Van Dorn d’une capacité de 2 à 16 L ou Kemmerer d’une capacité de 0,5 à 8 L (ou d’un autre type, comme l’échantillonneur Niskin) permet le prélèvement d’échantillons à des profondeurs précises. Dans les cours d’eau, il est possible d’utiliser un échantillonneur intégrateur de profondeur qui fournit des échantillons représentatifs des matières en suspension et des substances connexes. Ces échantillonneurs peuvent être utilisés à partir d’une embarcation, d’un pont ou d’une couche de glace. Pour des raisons de sécurité, ils doivent habituellement être manipulés par deux personnes. Si l’échantillonnage se déroule à de très grandes profondeurs, il est préférable d’utiliser un échantillonneur péristaltique. Sinon, on choisira un échantillonneur avec revêtement de téflon.

Entre chaque prélèvement, l’échantillonneur devrait être soumis à un triple rinçage avec de l’eau de la station d’échantillonnage. En outre, il est recommandé d’échantillonner d’abord la zone de référence afin d’éviter la contamination de l’échantillonneur avec de l’eau provenant de la zone exposée. Entre les zones d’échantillonnage, l’échantillonneur devrait être rincé deux fois à l’acide nitrique dilué de qualité réactif, surtout lorsqu’il est impossible de terminer l’échantillonnage dans la zone de référence d’abord. Les résidus de rinçage au solvant doivent être recueillis et retournés au laboratoire afin d’être éliminés de façon appropriée. Il faut vérifier que l’échantillonneur ne contamine pas les échantillons en faisant passer des blancs de laboratoire avant et après utilisation.

Au moment du prélèvement, il est important de se conformer le plus possible aux méthodes d’analyse d’ultratraces et aux protocoles d’échantillonnage de l’eau appropriés suivants :

  • effectuer l’échantillonnage en progressant de la station la moins contaminée à la plus contaminée;
  • rincer trois fois les bouteilles et les bouchons avant chaque prélèvement;
  • ne pas introduire d’agents de conservation dans les bouteilles avant les prélèvements;
  • durant le prélèvement, orienter l’ouverture de la bouteille face au courant, de façon à ce que l’échantillon n’entre pas en contact avec la main qui tient la bouteille;
  • ne jamais toucher l’intérieur du récipient ou de son couvercle, ou le goulot de la bouteille, même si l’on porte des gants jetables;
  • porter des gants en latex exempt de talc ou en nitryle non doublés afin d’éviter la contamination de l’échantillon;
  • étiqueter immédiatement tous les échantillons clairement et employer les techniques de conservation appropriées. Consigner immédiatement toutes les données d’échantillonnage dans le carnet de terrain;
  • durant le prélèvement, tenir le bouchon de la bouteille vers le bas;
  • consigner l’emplacement des points d’échantillonnage.

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5.7.4 Manipulation, entreposage et analyse des échantillons pour le suivi de la qualité de l’eau

5.7.4.1 Manipulation et conservation des échantillons

Le Document d’orientation pour l’échantillonnage et l’analyse des effluents des mines de métaux : rapport final (Fowlie et al., 2001) renferme des recommandations sur la manipulation des échantillons ayant trait aux récipients, aux agents de conservation et aux temps de conservation pour des paramètres précis. Au besoin, des agents de conservation devraient être ajoutés dans la bouteille dès que l’échantillon a été prélevé. Le nombre d’échantillons à prélever peut varier selon les besoins du laboratoire.

Il est possible de réduire le nombre d’échantillons prélevés en utilisant le contenu d’une bouteille d’échantillonnage pour l’analyse de plusieurs substances. Avant d’entreprendre l’échantillonnage, la liste des paramètres à mesurer devrait être examinée avec les responsables du laboratoire afin de déterminer le nombre et le type de bouteilles requis.

Lors de l’échantillonnage, il est utile de se munir d’une liste de contrôle où sont indiqués, pour chaque bouteille, les substances à analyser et les agents de conservation ajoutés, le cas échéant. Chaque fois qu’un échantillon est prélevé, il devrait être coché sur la liste. Dans certaines situations, il peut être difficile de respecter la période de rétention maximale prescrite de sept à dix jours (cations et anions majeurs, nitrates-nitrites, carbone organique dissous). Si l’expédition des échantillons d’eau d’une mine est retardée, mais que l’intégrité des échantillons est préservée, l’agent d’autorisation devrait être avisé sans délai.

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5.7.4.2 Expédition et entreposage des échantillons

Il est recommandé de maintenir les échantillons à une température de 4 °C durant le prélèvement et de les entreposer à la même température pendant leur expédition afin de prévenir leur dégradation. Les échantillons devraient être réfrigérés et les glacières équipées de blocs réfrigérants ou de glace en sac pour conserver les échantillons au froid.

Les échantillons devraient être expédiés au laboratoire le plus rapidement possible (dans les 24 à 48 heures au maximum). Les analyses devraient être effectuées dans les délais d’entreposage approuvés, qui sont fonction du paramètre. Le délai d’entreposage désigne l’intervalle de temps entre la fin de l’échantillonnage et le début des analyses. Les échantillons devraient être entreposés le moins longtemps possible et dans des conditions prévenant le plus possible leur dégradation. Ils devraient être conservés à une température supérieure à leur point de congélation, mais inférieure à 10 °C, et protégés le plus possible de la lumière. Les échantillons ayant subi une digestion en prévision du dosage des métaux peuvent être conservés dans un récipient scellé et analysés dans les 30 jours qui suivent. Pour de plus amples renseignements, veuillez consulter le Document d’orientation pour l’échantillonnage et l’analyse des effluents des mines de métaux : rapport final (Fowlie et al., 2001).

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5.7.4.3 Analyses des échantillons en laboratoire

Les analyses devraient être confiées à un laboratoire accrédité et exécutées par du personnel spécialisé, dans des conditions faisant l’objet d’un contrôle de qualité et conformément à des modes opératoires normalisés. Les laboratoires dont les mines retiennent les servicesdevraient être accrédités selon la norme ISO/IEC 17025:2005 de l’Organisation internationale de normalisation intitulée Exigences générales concernant la compétence des laboratoires d'étalonnages et d'essais, avec ses modifications successives. Les méthodes d’analyse choisies devraient être généralement acceptées et couramment utilisées dans les laboratoires au Canada. Le principe général de la méthode devrait avoir fait l’objet d’un examen par des pairs et d’une large diffusion, afin de pouvoir facilement la trouver si des précisions sont nécessaires.

Les méthodes d’analyse choisies devraient satisfaire aux critères mentionnés dans le présent document et à tout autre objectif fixé par la mine (ou par des personnes agissant au nom de la mine) ou par Environnement Canada. Le directeur de projet et le laboratoire doivent confirmer quels paramètres d’intérêt seront mesurés et que les délais de conservation seront respectés. Le laboratoire et les méthodes d’analyse devraient être choisis avant que les échantillons ne soient prélevés de manière à garantir que les exigences du laboratoire en matière d’échantillonnage soient satisfaites.

Les méthodes retenues devraient permettre d’atteindre de manière fiable les limites de détection stipulées pour les substances délétères dans l’annexe 3 du REMM (p. ex., toute concentration supérieure d’environ un dixième à la concentration maximale autorisée (Fowlie et al., 2001). Les méthodes normalement acceptées et leurs limites de détection ainsi que les objectifs de précision et d’exactitude pour les effluents des mines de métaux sont traités dans le Document d’orientation pour l’échantillonnage et l’analyse des effluents des mines de métaux : rapport final (Fowlie et al., 2001). Pour les autres paramètres de qualité de l’eau requis ou propres à un site, pour lesquels il n’y a pas de limite de détection précisée, si le Conseil canadien des ministres de l’environnement a publié une recommandation pour la qualité des eaux (CCME, 1999) concernant la variable mesurée, la limite de détection de la méthode choisie devrait être assez basse pour que l’on puisse déterminer si les paramètres mesurés dépassent cette recommandation. Les recommandations du CCME peuvent être consultées à l’adresse http://ceqg-rcqe.ccme.ca/?lang=fr. Plusieurs provinces ont également élaboré des recommandations pour la qualité de l’eau. Lorsque des recommandations pour un paramètre en particulier ont été faites par le CCME et une province, la recommandation provinciale a la préséance. Toutefois, les deux recommandations devraient être rapportées.

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5.7.5 Comparaison des données sur la qualité de l’eau dans la zone exposée et dans la zone de référence

Il est recommandé que le rapport d’interprétation biologique inclue une comparaison des données sur la qualité de l’eau dans les zones d’exposition et de référence. Cette comparaison devrait porter sur tous les paramètres mesurés aux fins du suivi de la qualité de l’eau, en particulier ceux pour lesquels des différences supérieures à un facteur de deux ont été relevées entre la zone exposée et la zone de référence. Cette comparaison a pour but de faciliter l’interprétation des données biologiques du rapport susmentionné.

Le choix d’un facteur de deux pour la mesure du dépassement des concentrations par rapport à la zone de référence a pour but de souligner les véritables différences entre les concentrations des zones exposées et des zones de référence, et non simplement des différences qui pourraient être attribuées à des facteurs comme de faibles concentrations de contaminants ciblés, la variabilité analytique, la taille minimale des échantillons (n = 4) et la variabilité saisonnière. Quand la zone de référence se trouve dans un plan d’eau ou un bassin hydrographique différent de celui de la zone exposée, il se peut que le facteur de deux ne puisse s’appliquer.

Pour déterminer si les concentrations diffèrent entre la zone exposée et la zone de référence, il faut examiner la valeur médiane d’au moins quatre échantillons prélevés sur une période de 12 mois aux mêmes endroits dans la zone exposée et dans la zone de référence. La valeur médiane d’un ensemble de mesures y1, y2, y3, … yn est définie comme la valeur de y occupant la position centrale de la distribution lorsque les mesures sont classées par ordre de grandeur. Si le nombre de mesures est un chiffre pair, la médiane est la valeur correspondant à la moitié de y se trouvant entre les deux valeurs centrales. Si le nombre de données est plus élevé (n >> 4), on peut utiliser un test statistique (p. ex., moyenne ou médiane supérieure à l’intervalle de confiance de 95 % ou à deux écarts-types) pour déterminer si les concentrations dans la zone exposée sont supérieures à celles mesurées dans la zone de référence. Si, pour la zone exposée, il y a suffisamment de données sur la qualité de l’eau avant l’exploitation minière, celles-ci peuvent servir de base de comparaison.

Lorsque le rapport entre les concentrations dans la zone exposée et dans la zone de référence est supérieur à un facteur de deux, il est conseillé aux responsables de la mine d’estimer et de signaler la portée géographique de ces différences en se basant sur le suivi élargi de la qualité de l’eau ou en recourant à la modélisation. Toutefois, avant d’estimer sur quelle superficie ces différences se manifestent, il importe de prendre les facteurs suivants en considération :

  1. Objectifs de qualité de l’eau propres au site. Si un objectif de qualité de l’eau propre au site existe pour un paramètre particulier et que cet objectif est dépassé dans la zone exposée, la superficie sur laquelle ce dépassement est observé devrait être déterminée, quelle que soit la concentration dans la zone de référence.
  2. Recommandations pour la qualité de l’eau. S’il existe des recommandations pour la qualité de l’eau pour un paramètre particulier et que la valeur mesurée pour ce paramètre dans la zone exposée est plus de deux fois supérieure aux concentrations mesurées dans la zone de référence ainsi qu’aux recommandations pour la qualité de l’eau, la superficie sur laquelle ce dépassement est observé devrait être déterminée.

    Les recommandations du CCME pour les paramètres de suivi de la qualité de l’eau (CCME, 1999) peuvent être consultées sur le site Web suivant : http://ceqg-rcqe.ccme.ca/?lang=fr. Plusieurs provinces ont formulé des recommandations similaires. Dans les cas où des recommandations provinciales ont aussi été établies pour la qualité de l’eau, la préséance leur est accordée, mais les écarts par rapport aux recommandations du CCME devraient également être signalés.
  3. Limites de détection. Lorsque la limite de détection de la méthode (LDM) se situe près de la recommandation pour la qualité de l’eau (RQE) et que les concentrations du paramètre dans la zone d’étude sont près de celles-ci, il se peut qu’une différence équivalant à un facteur de deux ne soit pas significative, à cause du plus fort degré d’incertitude de l’analyse lorsque la mesure se situe près de la LDM. En pareilles circonstances, il convient de consulter l’agent d’autorisation. McQuaker (1999) a d’ailleurs présenté une comparaison des limites de détection réalisables lorsqu’il existe des recommandations pour la qualité de l’eau. Pour la plupart des paramètres, il existe des limites de détection considérablement inférieures (c.-à-d. un rapport LDM/RQE d’au moins 1/10). Toutefois, McQuaker a conclu que pour certains paramètres (arsenic, cadmium, mercure, sélénium, argent et cyanure), il n’existe pas de LDM réalisable dix fois inférieure aux RQE. Au fur et à mesure que le rapport LDM/RQE diminue, l’incertitude des mesures augmente. Au-delà d’un rapport de 1/2, les résultats obtenus ne sont pas considérés statistiquement significatifs.
  4. pH. Dans le cas du pH, un rapport de deux peut être particulièrement important puisque l’échelle du pH est logarithmique. Si une recommandation relative au pH existe pour un site particulier et que la valeur du pH mesurée dans la zone exposée se situe à l’extérieur de l’intervalle précisé dans la recommandation; l’étendue géographique où cette valeur est mesurée devrait être déterminée. Également, s’il n’y a pas de recommandation au sujet du pH et que la valeur mesurée dans la zone d’exposition est supérieure à 0,5 unité de la valeur mesurée dans la zone de référence et qu’elle se situe à l’extérieur de l’intervalle précisé dans les recommandations sur la qualité de l’eau (p. ex., intervalle de 6,5 à 9,0 émis par le CCME); l’étendue géographique de la zone exposée, où le pH est supérieur à 0,5 unité, devrait être déterminée. Selon les recommandations canadiennes pour la qualité de l’environnement (CCME, 1999), les activités anthropiques ne devraient pas modifier le pH par plus de 0,2 unité dans les milieux marins ou estuariens.
  5. Emplacement de la zone de référence. Dans les sites où la zone de référence se trouve dans un plan d’eau ou un bassin hydrographique différent de celui de la zone exposée, une différence équivalant à un facteur deux peut se révéler inapplicable. S’il est estimé que c’est le cas, il est recommandé de consulter l’agent d’autorisation.

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5.7.6 Estimation de l’étendue de la zone de concentrations élevées

L’un ou l’autre des deux méthodes suivantes peut servir à estimer la superficie de la zone où les concentrations sont élevées :

  • mesure directe;
  • modélisation.

1) Mesure directe

Pour utiliser la méthode de mesure directe, un plus grand nombre de stations de prélèvement au sein de la zone exposée est nécessaire afin de déterminer à partir de quel point les concentrations du ou des contaminants préoccupants cessent d’être trop élevées. Le nombre de stations additionnelles requises à cette fin est normalement établi en fonction de caractéristiques propres au site, mais en général, au moins trois stations seraient requises, soit :

  • la station utilisée dans la zone exposée pour le suivi de la qualité de l’eau;
  • au moins deux autres stations plus éloignées situées au bord de la zone exposée où l’on s’attend à ce que les concentrations du ou des contaminants préoccupants cessent d’être trop élevées.

2)   Modélisation

Si les fluctuations saisonnières des concentrations du contaminant préoccupant sont bien connues dans l’effluent et la zone exposée ainsi que celles des débits de l’effluent et du milieu récepteur; il est alors possible de prévoir l’endroit dans la zone d’exposition où les concentrations sont estimées ne plus être trop élevées.


5.8 Assurance et contrôle de la qualité pour le suivi de la qualité de l’eau

Les aspects généraux de l’assurance de la qualité et du contrôle de la qualité sont traités dans le Plan d’étude (Chapitre 2).

5.8.1 Contrôle de la qualité sur le terrain

Le contrôle de la qualité (CQ) des programmes d’échantillonnage sur le terrain englobe les aspects généraux suivants :

  • toutes les personnes participant à l’échantillonnage sur le terrain devraient avoir l’éducation et la formation appropriées;
  • les méthodes d’échantillonnage devraient être utilisées de façon uniforme dans tous les sites et tout au long de l’étude;
  • l’échantillonnage devrait se dérouler selon des modes opératoires normalisés accessibles au personnel durant toute la durée des travaux sur le terrain;
  • le dispositif d’échantillonnage devrait convenir à l’habitat étudié, être nettoyé correctement et accompagné de la documentation appropriée (c.-à-d. manuel d’utilisation, calendrier d’étalonnage et d’entretien);
  • tous les échantillons devraient être identifiés au moyen d’une étiquette indiquant la date et le lieu du prélèvement, le type et le numéro d’échantillon et le nom de la personne qui a fait le prélèvement;
  • les échantillons devraient être placés dans les récipients appropriés, avec l’agent de conservation ou le fixatif approprié s’il y a lieu;
  • les techniciens de terrain devraient prendre des notes détaillées avec des stylos à encre indélébile et des carnets imperméables;
  • le personnel devrait utiliser des formulaires de chaîne de possession et de soumission d’échantillons ainsi que des sceaux pour les échantillons contenant des contaminants;
  • le personnel devrait employer les méthodes d’expédition et d’entreposage appropriées;
  • des formulaires de terrain normalisés devraient être utilisés durant les travaux sur le terrain.

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5.8.2 Assurance de la qualité sur le terrain

Lors d’un suivi de la qualité de l’eau, l’assurance de la qualité (AQ) sur le terrain se fait à l’aide de diverses méthodes, notamment : lectures en double, comparaison des lectures avec des étalons connus, prélèvement d’échantillons de profils pour évaluer les analyses et évaluation des paramètres à l’aide d’autres équipements (instrument de mesure de la conductivité, de la température et de la profondeur Hanna, thermomètre, etc.).

De nombreux facteurs peuvent compromettre la qualité des données. Parmi les plus fréquents, mentionnons les erreurs dues à l’étiquetage ou à l’interversion des bouteilles, la non-utilisation d’un agent de conservation approprié, les conditions inappropriées d’entreposage des échantillons, la contamination des échantillons par l’équipement d’échantillonnage et le dépassement des durées de conservation maximales. Chaque échantillon devrait être identifié à l’aide d’une étiquette permettant de le distinguer des autres échantillons. Les informations requises devraient être inscrites à l’encre indélébile sur des étiquettes posées sur les récipients de manière qu’elles ne tombent pas si elles sont mouillées ou durant le transport.

Le carnet de terrain fait partie intégrante du programme d’échantillonnage et forme la base du rapport d’échantillonnage. Son contenu est souvent très utile pour l’interprétation des données de laboratoire. Toutes les modifications apportées au plan d’échantillonnage et toutes autres observations pertinentes concernant les échantillons ou les lieux d’échantillonnage devraient y être notées. Les lacunes courantes dans les carnets de terrain incluent l’absence de notes de planification, le manque de notes prises au moment même où les événements se produisent, les entrées non signées ou datées et l’inscription de notes illisibles.

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5.8.3 Assurance de la qualité durant la manipulation, le transport et l’entreposage des échantillons

L’Association canadienne des laboratoires d’analyse environnementale (ACLAE) (maintenant l’association canadienne pour l’accréditation des laboratoires [Canadian Association for Laboratory Accreditation; CALA]) a formulé les recommandations suivantes concernant l’assurance de la qualité durant la manipulation, le transport et l’entreposage des échantillons (CALA, 1991).

  1. Chaîne de possession des échantillons. Des formulaires de chaîne de possession devraient être utilisés pour le transport des échantillons, particulièrement dans les cas où de nombreuses personnes ou entreprises participent à l’échantillonnage, à l’expédition et à l’analyse des échantillons.
  2. Inspection des échantillons. L’état de chaque échantillon devrait être consigné lors de la réception. Toute divergence entre l’état exigé et l’état observé des échantillons devrait être inscrite dans un carnet ou dans un fichier d’ordinateur. Il est préférable de préserver les échantillons sur le terrain sans tarder. Toutefois, si cela n’a pas été fait sur le terrain, il faut ajouter un agent de conservation dès la réception des échantillons et noter la méthode de conservation.
  3. Suivi des échantillons. Un numéro ou un code unique devrait être attribué à chaque échantillon pour l’identifier dans un système de suivi des échantillons. Ce système devrait identifier l’échantillon, indiquer sa provenance, la date de réception, les analyses, la date d’échéance pour les résultats ainsi que toute autre information pertinente. Il est recommandé d’avoir recours à un système de gestion de l’information de laboratoire pour effectuer le suivi des échantillons dans les laboratoires où un grand nombre d’échantillons sont traités pour différents clients.
  4. Entreposage des échantillons. Les échantillons devraient être entreposés dans un endroit déterminé à l’intérieur d’un réfrigérateur ou dans une aire d’entreposage accessible seulement au personnel autorisé. Les échantillons devraient être réfrigérés à 4 °C et n’être retirés du réfrigérateur qu’à des fins d’inspection, de consignation de données et d’analyse. La température du réfrigérateur devrait être mesurée et inscrite quotidiennement.

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5.8.4 Utilisation de blancs et de duplicata d’échantillons

L’utilisation de blancs et de duplicata d’échantillons sur le terrain et en laboratoire est un élément important de tout programme de contrôle de la qualité (CQ).

Il est essentiel d’utiliser des blancs et des duplicata tout au long de l’exécution de travaux sur le terrain comportant le prélèvement d’échantillons d’eau. Les échantillons de CQ de terrain permettent de vérifier si des erreurs ont été commises durant l’échantillonnage et, le cas échéant, d’apporter les correctifs qui s’imposent. Ils se distinguent des échantillons de CQ utilisés en laboratoire en ce qu’ils permettent de mesurer les effets de l’échantillonnage plutôt que les effets des procédures de laboratoire.

Les blancs de terrain ont pour objet de vérifier si les échantillons ont été contaminés par une des nombreuses sources potentielles de contamination : récipients à échantillon, bouchons, agents de conservation, équipement, papier filtre (dans le cas des échantillons qui doivent être filtrés), air ambiant, techniques d’échantillonnage et analyse. Ces blancs, constitués d’eau désionisée fournie par le laboratoire responsable des analyses, sont transportés sur le terrain et soumis aux mêmes procédures de prélèvement, de manipulation et de traitement que les échantillons destinés aux analyses (p. ex., transfert dans un récipient à échantillon, conservation et exposition à l’environnement). Ils sont ensuite transportés, entreposés et analysés selon les mêmes méthodes que les échantillons de terrain destinés aux analyses (McQuaker, 1999).

Des duplicata d’échantillons devraient être prélevés pour vérifier les résultats des analyses et la fiabilité de l’équipement. Les duplicata de terrain permettent d’évaluer l’homogénéité du site d’échantillonnage et la constance de l’équipement d’échantillonnage. Ce sont des échantillons entièrement distincts, et non les produits de la division d’un échantillon dans deux récipients. Les duplicata de terrain devraient être traités comme s’il s’agissait d’échantillons en aveugle et ne sont pas identifiés comme tels au laboratoire.

Le dernier type d’échantillon utilisé à des fins de CQ est le blanc de transport. Ce type de blanc sert à vérifier la présence d’une contamination éventuelle par les récipients à échantillon, les bouchons et les agents de conservation durant le transport, l’entreposage et l’analyse. Un blanc de transport consiste en un récipient rempli d’eau désionisée en laboratoire et qui est soumis au même traitement de conservation que les échantillons destinés à l’analyse (Fowlie et al., 2001). Les blancs de transport sont transportés sur le terrain avec les autres récipients à échantillon puis retournés sans avoir été ouverts au laboratoire avec les échantillons prélevés. Au laboratoire, ils sont ouverts, et leur contenu est soumis aux mêmes analyses que les échantillons de terrain (McQuaker, 1999).

Les blancs de terrain et de transport ainsi que les duplicata de terrain devraient représenter 5 à 10 % du nombre total d’échantillons. Par exemple, si des prélèvements sont effectués à 10 zones de suivi de la qualité de l’eau, un seul de chaque type d’échantillon de CQ serait requis par station. Cette proportion peut être augmentée au besoin pour évaluer les erreurs attribuables à l’échantillonnage et l’homogénéité de la matrice d’échantillonnage. Si l’on n’utilise pas de blancs de transport et de terrain aux fins du CQ, toute inexactitude due à l’échantillonnage passera inaperçue ou sera imputée à tort au laboratoire chargé des analyses. De plus amples renseignements sur l’utilisation de blancs et de duplicata en laboratoire sont présentés à la section 5.8.5. Le tableau 5-2 résume les utilisations recommandées des blancs et des duplicata sur le terrain et en laboratoire dans le cadre des programmes d’échantillonnage de plus grande envergure. Pour les programmes d’échantillonnage courants prévoyant le prélèvement d’échantillons dans deux stations, l’une dans la zone exposée et l’autre dans la zone de référence, il est recommandé de soumettre un seul blanc de terrain avec les échantillons à analyser. Dans ce cas, le laboratoire va analyser les échantillons par lots, en même temps que les échantillons soumis par d’autres clients. Le laboratoire va alors assurer le CQ interne nécessaire pour l’ensemble du lot analysé.

Tableau 5-2 : Sommaire des utilisations recommandées des blancs et des duplicata sur le terrain et en laboratoire (description longue)
ParamètreNbre d’échan-tillonsCQ - interne ou terrainLimites de contrôleDescription
Blanc de terrain1Terrain Vérifier si les échantillons ont été contaminés pendant leur manipulation. Un blanc par jour par matrice.
Blanc de transport1Terrain Vérifier la validité de la conservation et des conditions d’entreposage des échantillons. Un blanc par jour par matrice.
Duplicata de terrain1Terrain Évaluer l’homogénéité du site d’échantillonnage et la constance de la méthode et de l’équipement d’échantillonnage.
Blanc de méthode1Interne< limite de détection (LD) ou

< 0,1 % de la concentration dans l’échantillon
Vérifier si les échantillons ont été contaminés par les réactifs et les procéduresa.
Duplicata de laboratoire1Interne Vérifier la précision de l’échantillonnage. Un blanc par jour par type de matricea.
Verrerie1Interne< LD ou

< 0,1 % de la concentration dans l’échantillon
Vérifier si la verrerie de laboratoire utilisée durant les analyses a été contaminéea.
Matériau de référence étalon (MRE)1Interne Vérifier l’exactitude de la méthodea.
Matrice enrichie1Interne75 à 125 %Peut remplacer le MREb.
Contrôle de l’étalonnage :    
à l’intérieur d’une série d’analyses (blanc et étalon de concentration intermédiaire)1InterneDérive maximale de 10 %Le contrôle statistique de l’étalonnage peut être assuré entre les séries d’analyses au moyen de deux étalons de contrôle, A et B, et à l’intérieur d’une série d’analyses au moyen de blancs et d’étalons de concentration intermédiaire (King, 1976).
entre les séries d’analyses (à 20 % et à 80 % de la plage des concentrations)2 par sérieInterne± 5 % de la valeur cible 

Remarque – Les valeurs indiquées sont fondées sur un lot de 20 échantillons.
a Intrinsèque à chaque lot de 20 échantillons.
b Peut être utilisé en remplacement du MRE si ce dernier n’est pas disponible.

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5.8.5 Contrôle de la qualité en laboratoire

Le contrôle de la qualité des analyses en laboratoire comporte les éléments généraux suivants :

  • les données devraient être vérifiées et validées par des vérifications de la transcription; les données chimiques seront vérifiées par rapport aux rapports d’AQ du laboratoire accompagnant les données;
  • les analyses des données seront répétables, robustes et feront l’objet de contre-vérifications par rapport aux objectifs de qualité des données;
  • les analyses des données seront rigoureuses et valides, et devraient inclure une justification de toutes les analyses statistiques et les transformations de données.

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5.8.5.1 Précisions sur les aspects du contrôle de la qualité des analyses en laboratoire

Les procédures de contrôle de la qualité des analyses sont conçues pour assurer le contrôle statistique de l’étalonnage, de la précision, de l’exactitude et du biais ainsi que de la récupération (ACLAE [maintenant CALA], 1991).

Le contrôle statistique de ces paramètres peut être assuré à l’aide d’échantillons de contrôle d’une qualité prédéterminée durant chaque série d’analyses. Les résultats de l’analyse de ces échantillons de CQ sont comparés statistiquement à des intervalles de confiance établis à partir de données historiques. Ces intervalles de confiance, ou limites de contrôle, correspondent généralement à trois écarts-types par rapport à la moyenne de la variable contrôlée. Les limites d’avertissement sont couramment fixées à deux écarts types par rapport à cette moyenne. Les indicateurs de résultats excédant les limites de contrôle sont les suivants :

  • deux résultats successifs de blancs de méthodes, de duplicata de laboratoire, de matériaux de référence étalons, de blancs enrichis, d’échantillons de contrôle de l’étalonnage ou taux de récupération des analogues organiques;
  • un de ces résultats excédant les limites de contrôle.

Les données de CQ peuvent être reportées sur des diagrammes de contrôle. Ce sont des représentations graphiques des données de CQ en fonction du temps ou en fonction du numéro des séries d’analyses consécutives. Ces diagrammes font ressortir les tendances temporelles, le cas échéant, et fournissent une indication graphique du contrôle statistique à long terme de l’analyse. Les limites de contrôle et les diagrammes de contrôle sont décrits en détail dans le manuel de l’ASTM (1986).

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5.8.5.2 Bonnes pratiques de laboratoire

Toutes les procédures de laboratoire devraient se dérouler dans le respect de bonnes pratiques de laboratoire (BPL) bien établies. Une liste succincte des pratiques recommandées est présentée ci-dessous. On trouvera une description détaillée des BPL dans ELAP (1988).

  • Les données relatives à la préparation des réactifs devraient être consignées dans un registre. Les récipients des réactifs préparés devraient porter des étiquettes indiquant le nom du réactif, la date de préparation, la date d’expiration et le nom de la personne qui en est responsable.
  • Les appareils devraient être entretenus ou inspectés régulièrement. Les données d’entretien devraient elles aussi être consignées dans un registre.
  • Il faudrait disposer d’instructions écrites pour tous les appareils.
  • Des méthodes normalisées pour le nettoyage de la verrerie et des récipients devraient être suivies.
  • Il faudrait vérifier régulièrement la pureté de l’eau distillée et consigner les résultats obtenus. L’eau distillée ou désionisée devrait être vérifiée au moins une fois par jour à l’aide d’un conductivimètre.
  • Les réactifs chimiques devraient être conformes aux exigences de pureté fixées pour chaque méthode d’analyse.
  • Les réactifs et les solvants devraient être stockés conformément aux instructions du fabricant.
  • Il faudrait vérifier les étalons de travail et les solutions mères afin de déceler tout changement de concentration.
  • Les réactifs devraient être préparés et étalonnés avec des étalons de référence primaires.
  • La température de tous les réfrigérateurs et incubateurs devrait être vérifiée quotidiennement et les écarts de température devraient être consignés.
  • Chaque four devrait avoir son propre thermomètre, et la température devrait y être vérifiée avant et après utilisation.
  • Il faudrait utiliser la verrerie volumétrique appropriée.
  • La verrerie devrait être nettoyée selon les spécifications de la méthode.
  • Les bouteilles de gaz devraient être remplacées à 700-1 400 kilopascals.
  • Le personnel de laboratoire devrait avoir une formation adéquate en méthodes d’analyse de laboratoire, en particulier à propos de celles dont il est responsable.

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5.8.5.3 Contrôle de l’étalonnage

Le contrôle statistique de l’étalonnage peut être confirmé, entre les séries, au moyen de deux étalons de contrôle A et B, et à l’intérieur d’une même série, grâce à des blancs et à des étalons de concentration intermédiaire (au milieu de la plage des concentrations).

  1. Contrôle de l’étalonnage entre les séries : Deux étalons de contrôle A et B peuvent être utilisés pour analyser et contrôler les changements dans l’étalonnage entre les séries; ceci se fait une fois au début de chaque série analytique. Ces étalons sont préparés et conservés indépendamment des solutions étalons; ils sont généralement choisis de façon à représenter respectivement 80 % et 20 % environ de la plage complète des concentrations. Les résultats sont réunis pour un grand nombre de séries et les sommes (A + B) et différences (A – B) sont portées sur des graphiques de contrôle. À l’intérieur d’une série donnée, un changement significatif de la somme (A + B), par rapport à la moyenne historique, laisse supposer qu’un changement significatif de l’ordonnée à l’origine s’est produit, les autres facteurs demeurant constants. Un changement significatif de la différence (A – B) laisse supposer un changement significatif de la pente, les autres facteurs demeurant constants. Les limites de contrôle (LC) et d’avertissement (LA) pour (A – B) sont calculées pour la moyenne (X) et l’écart-type (ET) de la population des différences de la façon suivante:
    • Limites supérieure et inférieure d’avertissement
      (LSA, LIA) = XA-B ± 2 ETA-B
    • Limites supérieure et inférieure de contrôle
      (LSC, LIC) = XA-B ± 3 ETA-B
    Les limites de contrôle et d’avertissement pour (A + B) sont calculées de façon similaire, avec les mêmes écarts-types :
    • LSA/LIA = XA+B ± 2 ETA-B
    • LSC/LIC = XA+B ± 3 ETA-B
    La série ne doit être analysée qu’une fois qu’il a été démontré que (A + B) et (A – B) se situent à l’intérieur des limites de contrôle. Les limites de contrôle ne doivent pas dépasser ± 5 % de la valeur moyenne pour (A + B) et (A – B).
  2. Contrôle de l’étalonnage à l’intérieur d’une même série (analyses inorganiques) : Les changements de l’étalonnage à l’intérieur d’une même série, attribuables à la dérive de la pente et de la ligne de base, devraient être vérifiés à intervalles réguliers. Cela peut être fait au moyen d’un étalon de concentration intermédiaire et d’un blanc de réactifs passés après chaque groupe de 20 échantillons. Chaque laboratoire devrait établir des limites de contrôle pour chaque méthode. La dérive ne devrait pas dépasser 10 %. Si on décèle une dérive plus grande, il faudrait interrompre l’analyse, réétalonner l’appareil et réanalyser les échantillons qui sont passés après le dernier échantillon de vérification et le dernier blanc acceptables.
  3. Contrôle de l’étalonnage à l’intérieur d’une même série (analyses organiques) : Dans les analyses organiques par chromatographie en phase gazeuse (CPG), les changements de l’étalonnage à l’intérieur d’une même série devraient être vérifiés par injection d’un étalon de vérification de concentration intermédiaire à une fréquence de 5 % ou toutes les 12 heures. On compare le résultat de cette injection à l’étalonnage initial en calculant l’écart en pourcentage entre le facteur de réponse de chaque substance à analyser dans l’étalon de vérification et le facteur de réponse moyen déterminé au cours de l’étalonnage initial. Si la différence relative exprimée en pourcentage est supérieure à 25 %, la vérification de l’étalonnage devrait être répétée. Si cette vérification donne encore un écart relatif supérieur à 25 %, il est recommandé d’apporter des corrections.

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5.8.5.4 Précision

La précision est le degré de variation entre les différentes mesures d’une même variable obtenues à l’aide d’une méthode d’analyse particulière; elle est habituellement exprimée par l’écart-type des réplicats (U.S. EPA, 1990). Le contrôle statistique de la précision analytique est assuré par l’analyse de duplicata à l’intérieur d’une série à une fréquence d’au moins 10 %. Les duplicata de laboratoire sont des portions aliquotes d’un échantillon divisé en laboratoire.

La différence absolue entre les duplicata à l’intérieur d’une série d’analyses est comparée à une limite de contrôle établie à partir de données historiques. Pour obtenir ces limites de contrôle, les résultats des analyses des duplicata sont réunis pour un grand nombre de séries d’analyses et sont triés selon des intervalles de concentration.

Ces intervalles sont souvent fixés de 0 à 20 %, de 20 à 50 % et de 50 à 100 % de la plage complète des concentrations (King, 1976). À l’intérieur de chaque intervalle de concentration, les limites de contrôle pour la différence absolue entre les duplicata à l’intérieur d’une série d’analyses se calculent selon la formule suivante :

LSC = D4 × R

où D4 est un facteur statistique (3,267) et R, la différence moyenne entre les duplicata (ASTM, 1986; Taylor, 1987).

Si la différence entre les résultats des analyses des duplicata de laboratoire dépasse la limite de contrôle supérieure, la situation devrait être évaluée afin de choisir la mesure correctrice qui s’impose.

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5.8.5.5 Exactitude et biais

L’exactitude est le degré de concordance entre une valeur mesurée et la vraie valeur déterminée par l’analyse d’un matériau de référence accepté (U.S. EPA, 1990). L’inverse de l’exactitude est le degré d’erreur systématique inhérent à l’analyse, ou biais. L’exactitude se vérifie au moyen de blancs de méthode et de matériaux de référence certifiés. Des renseignements sur le contrôle de la qualité recommandé pour les analyses de composés inorganiques peuvent être trouvés dans le document de l’ACLAE (CALA, 1991).

  1. Blancs de méthode : Un blanc de méthode est une portion aliquote d’eau contenant un réactif dont le volume est équivalent à celui des échantillons traités, et qui est analysé exactement de la même manière que ces échantillons. Il permet de quantifier le degré de contamination survenue durant le traitement et l’analyse des échantillons. Le nombre de blancs de méthode correspond à 10 % du nombre d’échantillons à analyser ou à un blanc par série d’analyses. Les résultats de leur analyse devraient être reportés sur des diagrammes et les limites d’avertissement devraient être fixées à ± 2 écarts-types et les limites de contrôle, à ± 3 écarts-types. Si un blanc de méthode dépasse la limite de contrôle et est jugé contaminé, les échantillons analysés en même temps que ce blanc et dont les valeurs dépassent la limite de détection devraient être analysés à nouveau pour la ou les variables en cause. En règle générale, on considère que le blanc de méthode est exempt de contamination si les résultats sont inférieurs à la limite de détection ou à 0,1 fois le niveau de contamination décelé dans tous les échantillons avec lesquels il a été analysé (ACLAE [maintenant CALA], 1991).
  2. Matériaux de référence étalons : Les matériaux de référence étalons sont des échantillons disponibles dans différentes matrices qui ont été soumis à de nombreuses analyses par plusieurs laboratoires et dont les concentrations sont certifiées par des organismes de normalisation, comme le National Institute of Science and Technology, l’Environmental Protection Agency des États-Unis, l’Institut national de recherche sur les eaux d’Environnement Canada et le Conseil national de recherches. Le matériau de référence étalon, lorsqu’on peut se le procurer, devrait représenter 5 % du nombre d’échantillons analysés ou être analysé à raison d’un par série d’analyses (ACLAE [maintenant CALA], 1991; King, 1976). La matrice et la concentration du matériau de référence étalon devraient être les plus proches possible de celles des échantillons à analyser. Les résultats des analyses des matériaux de référence étalons devraient être accumulés et les limites de contrôle et d’avertissement fixées à ± 3 écarts-types et à ± 2 écarts-types, respectivement.

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5.8.5.6 Récupération

Le taux de récupération d’une substance à analyser au cours de l’ensemble du processus d’analyse est déterminé à partir d’échantillons de matrice et de blancs enrichis avec des concentrations connues de la substance à analyser et d’analogues.

  1. Échantillons de matrice enrichis : Un échantillon de matrice enrichi est une portion aliquote d’un échantillon choisi au hasard, à laquelle est ajoutée une quantité connue de toutes les substances à analyser avant le traitement de l’échantillon. L’analyse d’un échantillon ainsi enrichi permet d’évaluer le taux de récupération obtenu pour la matrice propre à cet échantillon. L’échantillon devrait être enrichi avec toutes les substances à analyser, à une concentration aussi proche que possible de la concentration donnant une réponse égale à celle de l’étalon de concentration intermédiaire. La solution d’enrichissement devrait être préparée à partir d’une solution mère distincte de celle utilisée pour l’étalonnage. La fréquence recommandée pour les matrices ainsi enrichies est de 10 % ou de une par série. La récupération est calculée comme suit :

    la récupération est calculée

    Les résultats obtenus avec les matrices enrichies devraient être portés sur des diagrammes de contrôle distincts pour chaque matrice. Les limites internes devraient être fixées à ± 3 ET pour un minimum de 10 points de données. Lors d’analyses à paramètres multiples, au moins 90 % des substances à analyser devraient présenter un taux de récupération se situant à l’intérieur des limites fixées. Le taux de récupération pour les substances inorganiques devrait se situer entre 75 et 125 %. La récupération pour les variables organiques devrait se situer à l’intérieur des limites précisées au tableau 4 de ACLAE [maintenant CALA] (CALA, 1991). Si une matrice enrichie ne respecte pas ces critères, il faut répéter l’enrichissement et l’analyse de la matrice. Si le taux de récupération ne respecte toujours pas les critères lors de la prochaine analyse et que celle-ci ne semble présenter aucun autre problème, il faudrait signaler l’existence d’un effet dû à la matrice.
  2. Blanc de méthode enrichi : Un blanc de méthode enrichi est une fraction de la même eau que celle utilisée pour le blanc de méthode à laquelle on ajoute la substance à analyser à une concentration aussi proche que possible de celle de l’étalon de concentration intermédiaire. Le blanc ainsi enrichi donne une idée de la fiabilité de la méthode sans les effets de la matrice des échantillons réels. Le blanc enrichi doit être analysé avec les autres échantillons et de la même façon. Comme dans le cas de la matrice enrichie, la solution d’enrichissement doit être préparée à partir d’une solution mère différente de celle utilisée pour l’étalonnage.

    Les limites de récupération internes devraient être calculées pour le blanc de méthode enrichi en prenant comme base ± 3 ET et un minimum de 10 points de données. Les taux de récupération pour les analyses inorganiques devraient se situer entre 75 % et 125 % et, pour les variables organiques, entre 70 % et 120 %. Si le taux de récupération pour un blanc fortifié ne respecte pas ces critères, il faudrait recommencer l’enrichissement et l’analyse du blanc. Si le blanc fortifié ne présente toujours pas une récupération satisfaisante, les échantillons associés à ce blanc devraient être réanalysés. S’il ne reste pas assez d’échantillon pour répéter l’analyse, les résultats seront consignés tels quels et annotés comme étant suspects avec une explication.
  3. Étalons internes (analyses organiques) : Toutes les analyses utilisant la chromatographie en phase gazeuse (CPG) devraient être effectuées à l’aide d’étalons internes ou avec des méthodes correctement validées faisant appel à des étalons externes. Un étalon interne est une substance qui se comporte de la même façon dans un système analytique que les substances ciblées, mais dont la présence est peu probable dans l’échantillon. Des étalons internes sont ajoutés à la même concentration à tous les échantillons, étalons et échantillons de contrôle avant d’effectuer les mesures, mais après la préparation des échantillons. Tous les résultats obtenus pour les substances à analyser devraient être normalisés en fonction de la valeur obtenue pour l’étalon interne, de façon à tenir compte de la variabilité instrumentale attribuable à des facteurs comme les variations dans les volumes d’injection, les fluctuations de température et le volume final d’extraction. La valeur de l’étalon interne lors de l’analyse de l’échantillon devrait se situer à moins de 20 % de la réponse interne d’un étalon analysé à l’intérieur de la même période de 12 heures. Si ce critère n’est pas respecté, l’échantillon devrait être réanalysé. Si le critère n’est toujours pas respecté après la nouvelle analyse, les résultats obtenus pour l’échantillon ne devraient pas être corrigés en fonction du résultat de l’échantillon interne et devraient être annotés avec une explication.
  4. Échantillons avec ajout d’un analogue (analyses organiques) : Un étalon analogue est une substance dont la présence est peu probable dans l’échantillon et qui se comporte de la même façon que les substances à analyser lors de la préparation et de l’analyse de l’échantillon. Les analogues devraient être ajoutés, le cas échéant, à tous les échantillons (y compris les échantillons de CQ) avant leur préparation, de façon à déterminer le rendement de la méthode et l’effet de la matrice des échantillons. Les analyses effectuées par chromatographie en phase gazeuse couplée à la spectrométrie de masse (CPG-SM) devraient comporter au moins deux analogues et celles qui font appel à la CPG seule devraient en compter au moins un. La quantité d’analogue ajoutée à chacun des échantillons devrait être la même que celle ajoutée aux solutions d’étalonnage. Les limites de contrôle internes pour les taux de récupération des analogues sont basées sur une valeur de ± 3 ET pour un minimum de 10 points de données. Les limites de contrôle internes pour les taux de récupération des analogues devraient se situer entre 60 % et 120 %. Si l’un des analogues se situe à l’extérieur de la plage de récupération prévue, l’échantillon devrait être réanalysé. Si, après une nouvelle analyse, le taux de récupération de l’analogue se situe toujours à l’extérieur de la plage permise, les résultats devraient alors être annotés et accompagnés d’une explication.

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5.8.5.7 Limites de détection

La limite de détection doit être consignée en tant que limite de détection de la méthode (LDM), conformément à la description de l’U.S. EPA (1984). La LDM est définie comme étant la quantité minimale d’une substance à analyser qui devrait être décelée pour pouvoir conclure à sa présence, avec un risque précisé (généralement 5 % ou 1 %) de détection erronnée.

La LDM est calculée à partir de l’écart-type de l’analyse pour l’intervalle des concentrations les plus faibles :

LDM = t0,05, n–1 × S

où : t0,05, n–1 est la valeur du t de Student (test unilatéral) pour un risque de détection erronée de 5 %, à n – 1 degrés de liberté, et S est l’écart-type.

Idéalement, l’écart type est calculé à partir d’une analyse de réplicats de faibles concentrations avec des échantillons réels dont la matrice est identique ou similaire à celle des échantillons considérés. On peut calculer cet écart-type à partir d’un minimum de sept réplicats dans la même série d’analyses en utilisant la formule statistique standard (U.S. EPA, 1984). Toutefois, il est préférable de le calculer à partir de paires de réplicats accumulées sur un grand nombre de séries d’analyses différentes.

L’écart-type de paires de réplicats de faibles concentrations accumulées sur un grand nombre de séries d’analyses se calcule selon l’équation suivante :

L’écart-type de paires de réplicats de faibles  concentrations accumulées sur un grand nombre de séries d’analyses se calcule  selon l’équation suivante

où D est la différence entre les réplicats, et n, le nombre de paires de réplicats. Il est recommandé d’utiliser au moins 40 paires de réplicats (MEO, 1988). Ensuite, on peut introduire dans l’équation de la LDM la valeur de l’écart-type obtenu selon l’une ou l’autre de ces approches.

Les valeurs en dessous de la limite de détection devraient être consignées comme étant « < LDM » avec la LDM pour l’échantillon en question (Fowlie et al., 2001). Il y a habituellement trois façon d’attribuer une valeur aux résultats qui sont « < LDM » au moment de l’analyse des données : établir qu’elle est égale à la LDM, égale à la moitié de la LDM ou égale à 0. Aux fins du Programme d’ESEE, une valeur égale à la moitié de la LDM est utilisée pour l’analyse et l’interprétation des données. Pour de plus amples renseignement sur l’interprétation des données relatives aux concentrations non détectables, se reporter à Helsel (2005a, 2005b) et à Shumway et al. (2002).

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5.8.5.8 Conventions relatives à la présentation des données

Des protocoles établis devraient être suivis pour l’arrondissement des résultats des analyses. Si un trop grand nombre de chiffres sont arrondis avant l’analyse des données, il s’ensuit une perte d’information, et des différences réelles de concentrations entre des échantillons provenant de différents sites ou prélevés à différents moments peuvent être masquées. En outre, la précision du contrôle de la qualité peut être inférieure au niveau souhaitable ou nécessaire, et les valeurs de la moyenne, de l’écart type ou d’autres paramètres statistiques se rapportant à un ensemble de résultats peuvent être biaisées. À l’inverse, quand un trop grand nombre de chiffres significatifs sont conservés, des différences relativement faibles et sans signification statistique peuvent sembler plus importantes qu’elles ne le sont en réalité (Hunt et Wilson, 1986).

L’écart type est le critère à utiliser de préférence pour déterminer le nombre de chiffres significatifs (King, 1989). L’arrondissement devrait se faire au chiffre occupant la même position après la virgule que le chiffre le plus significatif de l’écart type calculé. Par exemple, si l’analyse donne un résultat de 12,345 et que l’écart-type calculé d’après l’analyse de réplicats au sein d’une série à cette concentration est de 0,32, il faut arrondir la valeur à 12,3.

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5.8.5.9 Précision et exactitude des analyses

La précision est le degré de concordance entre les résultats de l’analyse des réplicats d’un échantillon. Elle est habituelleme nt exprimée sous la forme d’un écart-type. La reproductibilité est l’étroitesse de l’accord entre les résultats de la mesure d’un paramètre obtenus dans différentes conditions de mesure. Elle correspond à l’écart type associé aux mesures d’un échantillon donné obtenues dans différentes séries d’analyses et est appelée précision entre les séries. La précision entre les séries intègre la variabilité due à l’étalonnage effectué en des temps différents, la dérive due à l’instrument et nombre d’autres facteurs.

Les erreurs aléatoires ont une incidence sur la précision, laquelle est un paramètre mesurable et contrôlable. La précision de toutes les analyses devrait être estimée en soumettant des portions aliquotes distinctes à l’ensemble du processus analytique. Les laboratoires devraient vérifier la précision de leurs analyses et pouvoir en rendre compte en se fondant sur des données recueillies sur plusieurs jours. Pour la plupart des paramètres, la précision devrait correspondre à un écart maximal de 10 %. Pour les matières en suspension totales, elle devrait correspondre à un écart maximal de 15 % à des concentrations de plus de 10 fois la LDM. Dans le cas du pH, la précision devrait correspondre à ± 0,1 unité (annexe 3 du REMM).

L’exactitude intègre les biais et la précision d’une méthode d’analyse et reflète la qualité de l’accord entre la valeur mesurée et la vraie valeur d’un paramètre d’un échantillon. Le biais est une erreur systématique occasionnée par une composante du système de mesure qui entraîne une surestimation ou une sous-estimation des valeurs. Divers facteurs peuvent entraîner un biais, dont la contamination de l’échantillon, les pertes mécaniques, les blancs, l’interférence spectrale, les erreurs d’étalonnage ou l’influence des divers utilisateurs. L’exactitude est exprimée sous la forme d’un taux de récupération de concentrations connues, comme des matériaux de référence certifiés, des échantillons enrichis ou des échantillons de référence préparés et analysés par le laboratoire dans les mêmes conditions que les autres échantillons.

Le degré d’exactitude requis dépend de l’utilisation finale à laquelle les données sont destinées. Le laboratoire devrait vérifier l’exactitude des données et pouvoir en rendre compte en se fondant sur des ensembles de données recueillis sur plusieurs jours. L’exactitude devrait correspondre à un écart maximal de 10% dans le cas des métaux et de la plupart des autres paramètres, tandis que l’écart maximal dans le cas des matières totales en suspension devrait être en dedans de 15 %, à des concentrations supérieures à 10 fois la LDM. Enfin, l’exactitude devrait concorder à ± 0,1 unité dans le cas du pH (annexe 3 du REMM).

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5.8.6 Assurance de la qualité en laboratoire

L’assurance de la qualité (AQ) englobe de nombreuses activités de gestion et de pratiques techniques internes et externes visant à garantir l’obtention de données de qualité connue convenant à l’utilisation à laquelle elles sont destinées.

Les activités externes d’AQ comprennent la participation à des comparaisons interlaboratoire pertinentes et l’exécution de vérifications par des organismes externes. Ces vérifications peuvent porter sur le rendement des analyses de matériaux de référence étalons ou reposer sur un examen général des pratiques fondé sur la documentation traitant de l’échantillonnage, des méthodes d’analyse et d’AQ/CQ, des résultats des essais et des données justificatives.

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5.8.7 Compilation et présentation des données d’AQ/CQ

5.8.7.1 Documentation

Il est recommandé de documenter tous les aspects des analyses afin de confirmer la qualité et la fiabilité des résultats. Le propriétaire ou l’exploitant d’une mine doit conserver tous les registres ou autres documents requis par le Règlement sur les effluents des mines de métaux sur le site de la mine pendant au moins cinq ans (article 27 du REMM). Enfin, pour chaque échantillon ou lot d’échantillons, il est recommandé de conserver les informations suivantes :

  1. Limites de détection de la méthode (LDM). Toutes divergences entre les LDM et les LDM établies par le laboratoire (en raison d’interférences, de dilutions, etc.) devraient être notées.
  2. Dates se rattachant aux échantillons. Des registres des dates de prélèvement, de réception, de préparation et d’analyse des échantillons devraient être conservés. Ces renseignements font partie du processus de suivi des échantillons.
  3. Performance et entretien des instruments. Il convient de tenir un registre de suivi de la performance, ainsi que des réglages et des réponses, des instruments de laboratoire. Les dossiers d’entretien de chaque instrument devraient être conservés.
  4. Échantillons destinés au contrôle de la qualité. Les registres des résultats d’analyse des duplicata et des blancs, des taux de récupération des blancs enrichis, des analogues et des matrices enrichies et des résultats d’analyse de matériaux de référence certifiés ainsi que les registres de l’étalonnage et de la vérification de l’étalonnage devraient être conservés.
  5. Réception, préparation et analyse des échantillons. Toutes les anomalies détectées durant la livraison, l’entreposage, la préparation et l’analyse des échantillons, y compris les modifications apportées aux modes opératoires normalisés, devraient être notées.

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5.8.7.2 Présentation des données d’AQ/CQ

Les résultats des analyses sont présentés sous la forme d’un rapport d’essais ou d’analyses incluant toutes les informations pertinentes nécessaires pour évaluer la validité des données, y compris les données d’AQ/CQ. Le rapport devrait être exact, clair, non ambigu et objectif, et présenter les informations suivantes :

  • titre (p. ex., rapport d’essais, rapport d’analyses, rapport sur la qualité des données);
  • nom et adresse du laboratoire ayant effectué les analyses;
  • numéro d’identification unique (p. ex., numéro de série ou de groupe) facilitant sa recherche;
  • nom et adresse du client;
  • identification ou description de l’échantillon analysé;
  • état des échantillons (sans agent de conservation, bouteille qui fuit, etc.) lorsque nécessaire;
  • date de réception des échantillons et date de publication du rapport;
  • méthode(s) d’analyse employée(s) et, s’il y a lieu, description des essais non normalisés réalisés;
  • date et méthode de prélèvement des échantillons (échantillons instantanés, échantillons composites prélevés à divers moments, etc.);
  • modifications apportées à la méthode d’analyse habituelle (filtration, rectification du pH, ajout d’un étalon, etc.);
  • résultats des analyses, et unités clairement indiquées;
  • énoncé indiquant si les résultats ont fait l’objet d’une correction en fonction de blancs;
  • données de contrôle de la qualité;
  • qualité des résultats (p. ex., résultats n’ayant pas passé le CQ, taille insuffisante des échantillons);
  • signature de la personne responsable et date d’autorisation du rapport;
  • nom du technicien qui a effectué l’essai;
  • noms des sous-traitants clairement indiqués;
  • mises à jour ou corrections aux rapports clairement indiquées;
  • le laboratoire devrait aviser les clients si de nouvelles données invalident les rapports déjà publiés.

Les données inférieures à la limite de détection analytique devraient être clairement consignées en tant que telles ainsi que la LDM applicable pour cet échantillon.

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5.9 Références

AQUAMIN. 1996. Évaluation des effets de l’exploitation minière sur le milieu aquatique au Canada. Rapport final. Préparé par les Groupes de travail 7 et 8 d’AQUAMIN pour le Groupe directeur d’AQUAMIN.

ASTM – American Society for Testing and Materials. 1986. Manual on Presentation of Data and Control Chart Analysis. Philadelphia (PA), American Society for Testing and Materials. Committee E-11 on Statistical Methods, ASTM Special Technical Publication 15D.

CALA – Canadian Association for Laboratory Accreditation. 1991. Code of Practice and QA Manual for Laboratory Analysis of Sewage Treatment Effluent in Support of the MISA Program. Rapport préliminaire préparé pour CAEAL et le ministère de l’Environnement de l’Ontario par Zenon Environmental Laboratories.

CCME – Conseil canadien des ministres de l’environnement. 1999. Recommandations canadiennes pour la qualité des eaux : protection de la vie aquatique.

Druschel, G.K., M.A.A Schoonen, D.K. Nordstorm, J.W. Ball, Y. Xu et C.A. Cohn. 2003. « Sulfur geochemistry of hydrothermal waters in Yellowstone National Park, Wyoming, USA. III. An anion-exchange resin technique for sampling and preservation of sulfoxyanions in natural waters », Geochemical Transactions, 4 : 12-19.

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ESG – Ecological Services Group. 1999. AETE Synthesis Report of Selected Technologies for Cost-Effective Environmental Monitoring of Mine Effluent Impacts in Canada. Ottawa (Ontario), Ressources naturelles Canada, CANMET. Rapport préparé pour le programme ETIMA, projet no 4.1.4.

Fowlie, P., D.R. Hart et R. Turle. 2001. Document d’orientation pour l’échantillonnage et l’analyse des effluents des mines de métaux : rapport final. Ottawa (Ontario), Environnement Canada, Service de protection de l’environnement, Division des minéraux et des métaux. Rapport SPE 2/MM/5, ix + 34 pages. Sur le Web : http://dsp-psd.communication.gc.ca/Collection/En49-24-1-39F.pdf.

Helsel, D.R. 2005a. Nondetects and Data Analysis: Statistics for Censored Environmental Data. Hoboken (NJ), Wiley-Interscience. 250 pages.

Helsel, D.R. 2005b. « More than obvious: better methods for interpreting nondetect data », Environmental Science & Technology, 39(20) : 419A-423A.

Hunt, D.T.E., et A.L. Wilson. 1986. The Chemical Analysis of Water; General Principles and Techniques, 2nd edition. London (GB), The Royal Society of Chemistry.

ISO/CEI – Organisation internationale de normalisation/Commission électrotechnique internationale. 2005. Exigences générales concernant la compétence des laboratoires d'étalonnages et d'essais. Norme ISO/IEC 17025:2005.

King, D.E. 1976. Quality Control and Data Evaluation Procedures. Section I. Analytical Responsibility. Rapport spécial pour la Direction des services de laboratoire, Ministère de l’Environnement de l’Ontario.

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McQuaker, N.R. 1999. Technical Evaluation on Water Quality Design and Analysis Draft. Ottawa (Ont.), Ressources Naturelles Canada, CANMET. Rapport pour le Programme ETIMA, projet no 3.1.1.

MEO – Ministère de l’Environment de l’Ontario. 1988. Estimation of Analytical Detection Limits (MDL). Rapport du Ministère de l’Environment de l’Ontario, ISBN-0-7729-4117-3.

MEEO – Ministère de l’Environnement et de l’Énergie de l’Ontario. 1993. MISA (Municipal/Industrial Strategy for Abatement) Draft Development Document for the Effluent Limits Regulation for the Metal Mining Sector. Toronto (Ontario), Imprimeur de la reine pour l’Ontario.

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Schwartz, M., B. Vigneault et J. McGeer. 2006. « Assessing the potential toxicity of thiosalts in the context of the Metal Mining Effluent Regulation ». Présentation faite au 33rd Aquatic Toxicity Workshop, Jasper (Alberta).

Shumway, R.H., R.S. Azari et M. Kayhanian. 2002. « Statistical approaches to estimating mean water quality concentrations with detection limits », Environmental Science & Technology, 36 (15) : 3345-3353.

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U.S. EPA – United States Environmental Protection Agency. 1984. Definition and Procedure for the Determination of the Method Detection Limit - Revision 1.11; Appendix B to Part 136. Federal Register Vol. 49, No. 209, Oct. 26,1984, Part VI, 40 CFR Part 136.

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Annexe 1 : Justifications du choix des paramètres à mesurer aux fins de la caractérisation de l'effluent et du suivi de la qualité de l'eau

(description longue)

Substances nocives et pH selon l'annexe 3 du REMM

Arsenic

  • Les groupes de travail 7 et 8 d'AQUAMIN (1996) ont recommandé que l'arsenic soit inclus dans la liste des paramètres à mesurer aux fins de la caractérisation de l'effluent.
  • L'arsenic peut être présent dans les effluents de plusieurs types de mines, notamment les mines d'or, de métaux communs et d'uranium, et ce, dans tout le Canada.
  • Selon le document préparatoire de la SMID1 (MEEO, 1993), 26 % des effluents de mines de métaux échantillonnés contenaient de l'arsenic à une concentration moyenne de 0,036 mg/L.
  • L'arsenic est bioaccumulable chez le poisson et est reconnu comme toxique pour les organismes aquatiques.
  • Selon les Recommandations canadiennes pour la qualité de l'environnement (RCQE)2, la concentration maximale d'arsenic pour la protection des organismes dulcicoles est de 0,005 mg/L (0,0125 mg/L pour les organismes marins).

Cuivre

  • Les groupes de travail 7 et 8 d'AQUAMIN (1996) ont recommandé que le cuivre soit inclus dans la liste des paramètres à mesurer aux fins de la caractérisation des effluents.
  • Le cuivre peut être présent dans les effluents de plusieurs types de mines, en particulier les mines d'or et de métaux communs, et ce, dans tout le Canada.
  • Le document préparatoire de la SMID (MEEO, 1993), révèle que 39 effluents échantillonnés sur une période de 12 mois en Ontario renfermaient du cuivre à une concentration moyenne de 0,07 mg/L.
  • Le cuivre est reconnu comme toxique pour les organismes aquatiques.
  • Selon les RCQE, la concentration maximale de cuivre pour la protection des organismes dulcicoles varie de 0,002 à 0,004 mg/L, selon la dureté de l'eau.

Plomb

  • Les groupes de travail 7 et 8 d'AQUAMIN (1996) ont recommandé que le plomb soit inclus dans la liste des paramètres à mesurer aux fins de la caractérisation des effluents.
  • Le plomb peut être présent dans les effluents de plusieurs types de mines, en particulier les mines de métaux communs, et ce, dans tout le Canada.
  • Selon le document préparatoire de la SMID (MEEO, 1993), 20 % des effluents de mines de métaux échantillonnés contenaient du plomb à une concentration moyenne de 0,02 mg/L.
  • Le plomb est reconnu comme toxique pour les organismes aquatiques.
  • Selon les RCQE, la concentration maximale de plomb pour la protection des organismes dulcicoles varie de 0,001 à 0,007 mg/L, selon la dureté de l'eau.

Nickel

  • Les groupes de travail 7 et 8 d'AQUAMIN (1996) ont recommandé que le nickel soit inclus dans la liste des paramètres à mesurer aux fins de la caractérisation des effluents.
  • Le nickel peut être présent dans les effluents d'un large éventail de types de mines, en particulier les mines de métaux communs et d'uranium, et ce, dans toutes les régions du Canada.
  • Selon le document préparatoire de la SMID (MEEO, 1993), 68 % des effluents de mines de métaux échantillonnés renfermaient du nickel, dont la concentration moyenne était de 0,14 mg/L.
  • Le nickel est reconnu comme toxique pour les organismes aquatiques.
  • Selon les RCQE, la concentration maximale de nickel pour la protection des organismes dulcicoles doit se situer entre 0,025 et 0,150 mg/L, selon la dureté de l'eau.

pH

  • Les groupes de travail 7 et 8 d'AQUAMIN (1996) ont recommandé que le pH soit inclus dans la liste des paramètres à mesurer aux fins de la caractérisation des effluents.
  • Les effluents rejetés par un grand nombre de mines de différents types peuvent présenter un pH trop élevé ou trop faible, et ce, dans l'ensemble du Canada.
  • Comme le pH détermine souvent la solubilité des espèces métalliques, il est lié à la toxicité des effluents.
  • Les eaux dont le pH est excessivement élevé ou excessivement faible sont reconnues comme toxiques pour les organismes aquatiques.
  • Selon les RCQE, l'intervalle de pH pour la protection des organismes dulcicoles oscille entre 6,5 et 9,0 (7,0 à 8,7 en milieu marin ou estuarien).

Radium 226

  • Les groupes de travail 7 et 8 d'AQUAMIN (1996) ont recommandé que le radium 226 soit inclus dans la liste des paramètres à mesurer aux fins de la caractérisation des effluents.
  • Le radium 226 est présent principalement dans les effluents des mines d'uranium. Par conséquent, il ne se retrouve pas partout au Canada.
  • Les RCQE,ne font pas mention du radium 226.

Cyanures totaux

  • Le cyanure est utilisé comme réactif dans la plupart des mines d'or et dans certaines mines de métaux communs.
  • Les groupes de travail 7 et 8 d'AQUAMIN (1996) ont recommandé que les exploitations qui se servent de cyanure comme réactif incluent le cyanure dans la liste des paramètres à mesurer aux fins de la caractérisation des effluents.
  • Selon le document préparatoire de la SMID (MEEO, 1993), 54 % des effluents de mines de métaux échantillonnés contenaient du cyanure à une concentration moyenne de 0,084 mg/L (mines d'or) ou de 0,006 mg/L (mines de métaux communs).
  • Le cyanure est reconnu comme toxique pour les organismes aquatiques.
  • Selon les RCQE, la concentration maximale de cyanures libres pour la protection des organismes dulcicoles est de 0,005 mg/L.

Matières totales en suspension

  • Les groupes de travail 7 et 8 d'AQUAMIN (1996) ont recommandé que les matières totales en suspension soient inclus dans la liste des paramètres à mesurer aux fins de la caractérisation des effluents.
  • Des matières en suspension peuvent être présentes dans les effluents de tous les types de mine, et ce, partout au Canada;
  • Selon le document préparatoire de la SMID (MEEO, 1993), 80 % des effluents de mines de métaux échantillonnés contenaient des matières en suspension à une concentration moyenne de 7 mg/L.
  • Les matières en suspension peuvent non seulement tuer directement les poissons en obstruant leurs branchies, mais aussi altérer l'habitat du poisson en étouffant ces habitats, en contaminant les sédiments ou en entravant la pénétration de la lumière dans les eaux réceptrices.

Zinc

  • Les groupes de travail 7 et 8 d'AQUAMIN (1996) ont recommandé que le zinc soit inclus dans la liste des paramètres à mesurer aux fins de la caractérisation des effluents.
  • Le zinc peut être présent dans les effluents d'un large éventail de types de mines, en particulier les mines de métaux communs, et il est vraisemblablement répandu dans tout le Canada.
  • Selon le document préparatoire de la SMID (MEEO, 1993), 76 % des effluents des mines de métaux échantillonnés contenaient du zinc à la concentration moyenne de 0,07 mg/L.
  • Le zinc est reconnu comme toxique pour les organismes aquatiques.
  • Selon les RCQE, la concentration maximale de zinc pour la protection des organismes dulcicoles est de 0,030 mg/L.
Paramètres inscrits à l'annexe 5 du REMM aux fins de la caractérisation des effluents et du suivi de la qualité de l'eau

Alcalinité

  • L'alcalinité renseigne sur la capacité tampon de l'eau et donne une indication de la sensibilité de l'eau aux variations du pH.
  • L'alcalinité influe sur le devenir et la biodisponibilité des métaux.

Aluminium

  • Les groupes de travail 7 et 8 d'AQUAMIN (1996) ont recommandé que l'aluminium soit inclus dans la liste des paramètres à mesurer aux fins de la caractérisation des effluents.
  • L'aluminium est présent dans un certain nombre d'importants minéraux lithogénétiques; les effluents des bassins de décantation et de stockage des résidus de différents types de mines peuvent également contenir des ions d'aluminium dissous ainsi que de l'aluminium lié chimiquement sous forme d'argile ou d'autres particules minérales silico‑alumineuses.
  • Selon le document préparatoire de la SMID (MEEO, 1993), 70 % des effluents des mines de métaux échantillonnés en Ontario contenaient de l'aluminium à une concentration moyenne de 0,20 mg/L.
  • Ce document indiquait également que l'aluminium dissous n'est pas une composante importante de la plupart des effluents de mines de métaux.
  • Selon les RCQE, la concentration maximale d'aluminium pour la protection des organismes dulcicoles varie de 0,005 à 0,100 mg/L, selon la dureté de l'eau.
  • L'aluminium est reconnu comme toxique pour les organismes aquatiques, et sa toxicité varie en fonction du pH de l'eau.
  • Les données sur l'aluminium peuvent aider à interpréter les impacts potentiels des métaux et d'autres paramètres.

Cadmium

  • Les groupes de travail 7 et 8 d'AQUAMIN (1996) ont recommandé que le cadmium soit inclus dans la liste des paramètres à mesurer aux fins de la caractérisation des effluents.
  • Le cadmium est présent dans relativement peu de types de minerai, par contre il est probable qu'il soit présent dans les effluents miniers à l'échelle du Canada.
  • Selon le document préparatoire de la SMID (MEEO, 1993), 12 % des effluents de mines de métaux échantillonnés contenaient du cadmium à une concentration moyenne de 0,003 mg/L.
  • Le cadmium est reconnu comme toxique pour les organismes aquatiques et comme bioaccumulable.
  • Selon les RCQE, la concentration maximale de cadmium pour la protection des organismes dulcicoles est de 0,000017 mg/L. Veuillez noter que la formule permettant d'ajuster la recommandation en fonction de la dureté de l'eau est comme suit : recommandation pour le cadmium = 10{0,86[log(dureté)]-3,2} (0,12 µg/L en milieu marin)

Fer

  • Les groupes de travail 7 et 8 d'AQUAMIN (1996) ont recommandé que le fer soit inclus dans la liste des paramètres à mesurer aux fins de la caractérisation des effluents.
  • Le fer est présent dans pratiquement tous les types de minerais et se rencontre dans les secteurs miniers à l'échelle du Canada.
  • Selon le document préparatoire de la SMID (MEEO, 1993), 100 % des effluents de mines de métaux échantillonnés renfermaient du fer à une concentration moyenne de 0,45 mg/L.
  • Le fer est toxique pour les organismes aquatiques, et les précipités d'hydroxyde de fer peuvent avoir des effets nocifs sur l'habitat du poisson.
  • Selon les RCQE, la concentration maximale de fer pour la protection des organismes dulcicoles est de 0,30 mg/L.
  • Le fer peut également avoir une incidence déterminante sur le devenir d'autres contaminants.
  • Les données sur le fer peuvent aider à l'interprétation des impacts potentiels des métaux ou d'autres paramètres.

Composés azotés (ammoniac et nitrates)

  • Les groupes de travail 7 et 8 d'AQUAMIN (1996) ont recommandé que l'ammoniac total soit inclus dans la liste des paramètres à mesurer aux fins de la caractérisation des effluents.
  • Les explosifs utilisés dans la plupart des mines contiennent des composés azotés, et des résidus de ces explosifs peuvent se retrouver dans les effluents. La dégradation du cyanure peut également entraîner la formation de composés azotés dans les effluents.
  • Pendant l'élaboration de la SMID, en Ontario, les concentrations d'ammoniac et d'ammonium, d'azote total Kjeldahl et de nitrates et nitrites ont été mesurées dans des effluents.
  • 100 % des effluents de mines de métaux échantillonnés (50) contenaient de l'ammoniac + ammonium aux concentrations moyennes de 1,4 mg/L (mines de métaux communs) et de 6,3 mg/L (mines d'or).
  • 96 % des effluents de mines de métaux échantillonnés contenaient de l'azote total Kjeldahl à une concentration moyenne de 8 mg/L.
  • 90 % des effluents de mines de métaux échantillonnés contenaient des nitrates et nitrites à une concentration moyenne de 8,8 mg/L.
  • Les composés azotés peuvent être toxiques pour les organismes aquatiques. En outre, comme ils sont des éléments nutritifs, ils peuvent stimuler de façon excessive la croissance des végétaux. Une telle croissance peut entraîner un appauvrissement en oxygène suffisamment important pour causer la mort des poissons.
  • Selon les RCQE, la concentration d'ammoniac total maximale pour la protection des organismes dulcicoles varie de 1,370 à 2,200 mg/L, selon la température et le pH de l'eau.
  • La valeur provisoire proposée au titre de ces mêmes recommandations pour la concentration des nitrates est de 13 mg/L en eau douce (16 mg/L en milieu marin).
  • Selon ces mêmes recommandations, la concentration maximale de nitrites pour la protection des organismes dulcicoles est de 0,060 mg/L.

Mercure

  • Les groupes de travail 7 et 8 d'AQUAMIN (1996) ont recommandé que le mercure soit inclus dans la liste des paramètres à mesurer aux fins de la caractérisation des effluents.
  • Le mercure est présent dans différents types de roche. Il se rencontre dans les mines d'or et d'argent et, moins fréquemment, dans les mines de métaux communs, et ce, partout au Canada.
  • Le mercure provient de diverses sources, notamment de sources éloignées d'où il est transporté par voie atmosphérique, ainsi que de sources naturelles et d'effluents miniers. Par conséquent, les groupes de travail d'AQUAMIN estiment qu'il est souvent difficile de déterminer la source d'une contamination par le mercure dans un milieu aquatique. C'est sur cette base qu'ils ont recommandé que le mercure soit inclus dans la liste des paramètres à mesurer aux fins de la caractérisation des effluents.
  • Le document préparatoire de la SMID (MEEO, 1993) indique que 14 % des effluents de mines de métaux échantillonnés contenaient du mercure à une concentration moyenne de 0,0002 mg/L.
  • Le mercure est toxique pour les organismes aquatiques, et sa bioamplification à travers les chaînes alimentaires représente un problème important.
  • Selon les RCQE, la concentration maximale de mercure pour la protection des organismes dulcicoles est de 0,026 μg/L pour le mercure inorganique et de 0,004 μg/L pour le méthylmercure; elle est de 0,016 μg/L pour le mercure inorganique en milieu marin.

Molybdène

  • Les groupes de travail 7 et 8 d'AQUAMIN (1996) ont recommandé que le molybdène soit inclus dans la liste des paramètres à mesurer aux fins de la caractérisation des effluents.
  • Ce métal se rencontre principalement dans les minerais d'uranium, mais aussi dans les minerais de métaux communs et dans un petit nombre de minerais d'or; il n'est cependant pas répandu à l'échelle du Canada.
  • Le molybdène peut être toxique pour les organismes aquatiques, mais sa toxicité est mal connue.
  • Il peut également réduire la qualité de l'eau potable et causer la molybdénose chez les bovins d'élevage.
  • Selon les RCQE, la concentration maximale de molybdène pour la protection des organismes dulcicoles est de 0,073 mg/L.

Dureté

  • La dureté correspond à la quantité de cations, principalement bivalents, dissous dans l'eau.
  • Le calcium et le magnésium étant les principaux facteurs responsables de la dureté de l'eau, les concentrations de ces ions peuvent servir de base au calcul de ce paramètre.
  • La dureté a une incidence déterminante sur le devenir, la biodisponibilité et la toxicité des métaux.

Sélénium

  • Les groupes de travail 7 et 8 d'AQUAMIN (1996) ont jugé de ne pas inclure le sélénium dans la liste des paramètres à mesurer aux fins de la caractérisation des effluents.
  • Selon le document préparatoire de la SMID (MEEO, 1993), 10 % des effluents de mines de métaux échantillonnés contenaient du sélénium à une concentration moyenne de 0,007 mg/L.
  • Le sélénium se rencontre le plus souvent en association avec le soufre, mais il est rarement présent dans les effluents miniers.
  • Le sélénium est toxique pour les organismes aquatiques.
  • Selon les RCQE, la concentration maximale de sélénium pour la protection des organismes dulcicoles est de 0,001 mg/L.

Conduc-
tivité électrique

  • La conductivité est une mesure de la capacité de l'eau à conduire un courant électrique.
  • La conductivité peut être mesurée sur le terrain ou en laboratoire.
  • La conductivité fournit une mesure approximative des matières totales en suspension et peut faciliter la localisation des panaches de l'effluent en eau douce.
Paramètres prescrits aux fins du suivi de la qualité de l'eau seulement

Oxygène dissous

  • La teneur en oxygène dissous peut être mesurée sur le terrain ou en laboratoire.
  • La teneur en oxygène dissous influe sur le devenir et la biodisponibilité des métaux.

Température

  • Les variations de température peuvent modifier les propriétés limnologiques des lacs et avoir des effets néfastes pour les organismes aquatiques.
  • Selon les RCQE, pour la protection des organismes d'eau douce, les hausses de température ne devraient pas altérer la stratification thermique ou les dates de renversement des eaux ni entraîner un dépassement des températures hebdomadaires maximales moyennes et des températures maximales sur de courtes périodes.
Autres paramètres propres au site dont la mesure est recommandée aux fins de la caractérisation des effluents et du suivi de la qualité de l'eau

Calcium

  • Les groupes de travail 7 et 8 d'AQUAMIN (1996) ont recommandé que le calcium soit inclus dans la liste des paramètres à mesurer aux fins de la caractérisation des effluents.
  • Le calcium est un important cation présent dans les écosystèmes aquatiques, et il peut également être présent dans les effluents miniers en cas d'utilisation de chaux pour la neutralisation d'acides.
  • Le calcium rejeté par les mines peut avoir des effets sur l'habitat du poisson.
  • La connaissance des concentrations de calcium est essentielle pour le calcul de la dureté de l'eau.
  • Le calcium influe sur la toxicité des métaux et/ou d'autres paramètres des effluents miniers.
  • Les données sur le calcium peuvent faciliter l'interprétation des effets potentiels des métaux et d'autres paramètres.

Chlorures

  • Selon le document préparatoire de la SMID (MEEO, 1993), 80 % des effluents de mines de métaux échantillonnés contenaient des chlorures à une concentration moyenne de 83 mg/L.
  • Les chlorures peuvent influer sur la toxicité des métaux et/ou d'autres paramètres des effluents miniers.
  • Les données sur les chlorures peuvent faciliter l'interprétation des effets potentiels des métaux et d'autres paramètres.

Fluorures

  • Les groupes de travail 7 et 8 d'AQUAMIN (1996) ont recommandé que les fluorures soient inclus dans la liste des paramètres à mesurer aux fins de la caractérisation des effluents dans le cas des exploitations où leur présence est probable.
  • Les fluorures sont présents dans un nombre limité de types de minerai, et ils ne sont vraisemblablement pas présents partout au Canada.
  • Il se bioaccumulent dans les squelettes des poissons, mais leurs effets sur les organismes aquatiques demeurent méconnus.
  • Les fluorures ont des effets létaux sur les poissons à des concentrations de 10 à 200 mg/L.
  • Les fluorures ont été déclarés toxiques à la suite d'une évaluation des substances contenues dans la première liste des substances d'intérêt prioritaire, du fait qu'ils peuvent avoir, immédiatement ou à long terme, un effet nocif sur l'environnement.

Magnésium

  • Le magnésium est un important cation dans les écosystèmes aquatiques; la connaissance des concentrations de magnésium est essentielle pour le calcul de la dureté de l'eau.
  • Le magnésium influe sur la toxicité des métaux et/ou d'autres paramètres des effluents miniers.
  • Les données sur le magnésium peuvent faciliter l'interprétation des effets potentiels des métaux et d'autres paramètres.

Manganèse

  • Les groupes de travail 7 et 8 d'AQUAMIN (1996) ont jugé de ne pas inclure le manganèse dans la liste des paramètres à mesurer aux fins de la caractérisation des effluents.
  • Le manganèse est présent dans de nombreux types de minerai, et ce, dans toutes les régions du Canada, étant donné que ce métal constitue 0,1 % de la croûte terrestre.
  • Les RCQE concernant la protection des organismes dulcicoles ne font pas mention du manganèse.
  • Le manganèse peut exercer une grande influence sur le devenir d'autres contaminants, spécialement sur la disponibilité d'autres métaux.
  • Ce métal est toxique pour les organismes aquatiques, mais les facteurs qui déterminent sa toxicité demeurent méconnus.

Potassium

  • Le potassium influe sur la toxicité des métaux et/ou d'autres paramètres des effluents miniers.
  • Les données sur le potassium peuvent faciliter l'interprétation des effets potentiels des métaux et d'autres paramètres.

Sodium

  • Le sodium influe sur la toxicité des métaux et/ou d'autres paramètres des effluents miniers.
  • Les données sur le sodium peuvent faciliter l'interprétation des effets potentiels des métaux et d'autres paramètres.

Sulfates

  • Les sulfates sont des anions importants dans l'eau.
  • Les effluents des mines contenant du minerai sulfuré peuvent être d'importantes sources de sulfates.
  • Les données sur les sulfates peuvent faciliter l'interprétation des effets potentiels des métaux et d'autres paramètres.
  • Selon le document préparatoire de la SMID, 86 % des effluents de mines de métaux échantillonnés contenaient des sulfates à une concentration moyenne de 644 mg/L.

Phosphore total

  • Les groupes de travail 7 et 8 d'AQUAMIN (1996) n'ont pas inclus le phosphore total dans la liste des paramètres à mesurer aux fins de la caractérisation des effluents.
  • Selon le document préparatoire de la SMID (MEEO, 1993), 24 % des effluents de mines de métaux échantillonnés contenaient du phosphore total à une concentration moyenne de 0,1 mg/L.
  • Le phosphore total se rencontre dans les effluents miniers à l'état dissous ou particulaire.
  • Le phosphore total étant un élément nutritif, il peut stimuler la croissance des végétaux de façon excessive.

Uranium

  • Les groupes de travail 7 et 8 d'AQUAMIN (1996) n'ont pas inclus l'uranium dans la liste des paramètres à mesurer aux fins de la caractérisation des effluents.
  • L'uranium est présent en petite quantité dans de nombreux types de roches au Canada, mais il se rencontre essentiellement dans les effluents des mines d'uranium.
  • Selon le document préparatoire de la SMID (MEEO, 1993), 22 % des effluents de mines de métaux échantillonnés renfermaient de l'uranium à une concentration moyenne de 0,06 mg/L.
  • Il a été démontré que l'uranium est bioaccumulable chez les poissons.
Paramètres dont la mesure est recommandée aux fins de la caractérisation des effluents seulement

Thiosels totaux

  • Les groupes de travail 7 et 8 d'AQUAMIN (1996) ont recommandé que les thiosels totaux soient inclus dans la liste des paramètres à mesurer aux fins de la caractérisation des effluents (les thiosels totaux sont mentionnés au tableau 4.1 du rapport d'AQUAMIN, mais de manière non explicite dans le texte du rapport) et que leur impact fasse l'objet d'un suivi dans le cadre de l'ESEE.
  • Les thiosels constituent un groupe d'anions oxysulfurés métastables formés par oxydation partielle des minéraux sulfurés pendant le traitement.
  • Les thiosels sont relativement peu toxiques, mais leur oxydation dans les milieux aquatiques peut abaisser fortement le pH de l'eau.
  • Les thiosels ont été associés à la diminution de populations de poissons et d'organismes benthiques.
  • Des thiosels peuvent se former dans les exploitations minières qui ont recours à la flottation pour la séparation des minéraux sulfurés, mais seulement quelques mines au Canada ont signalé des problèmes causés par les thiosels.
Paramètres propres au site dont la mesure est recommandée aux fins du suivi de la qualité de l'eau seulement

Carbone organique dissous et carbone organique total

  • Les teneurs en carbone organique dissous et en carbone organique total ont une incidence déterminante sur le devenir et la biodisponibilité des métaux.

Salinité

  • La salinité est un important paramètre dans les milieux marins et peut être une source de contamination dans certaines mines d'uranium.

Profondeur optique ou transparence

  • Mesurée sur le terrain, la profondeur optique est une mesure du degré de pénétration de la lumière dans l'eau et dépend de la couleur (matières dissoutes) et de la turbidité (matières en suspension) de l'eau.
  • La profondeur optique se mesure à l'aide d'un disque de Secchi ou d'un turbidimètre.
  • Un faible degré de pénétration de la lumière peut réduire la productivité primaire dans l'eau et la capacité des prédateurs à trouver des proies.

Profondeur de l'eau

  • La profondeur peut agir sur la température et la teneur en oxygène dissous de l'eau et sur le degré de dilution des effluents, autant de paramètres qui influent sur la toxicité des effluents.

Thallium

  • Les mines de métaux peuvent être une source de thallium dans les environnements aquatiques.
  • La recommandation du CCME pour la qualité de l'eau pour la protection de la vie aquatique est de 0,0008 mg/L.

1 Dans le document préparatoire de la Stratégie municipale et industrielle de dépollution (SMID) du MEEO (1993), cité tout au long de cette annexe, sont résumés les résultats de travaux poussés de caractérisation d'effluents de mines de toutes les régions de l'Ontario, effectués au début des années 1990. Ces résultats ne sont pas représentatifs du niveau de qualité actuel des effluents miniers à l'échelle du Canada.

2 Les Recommandations canadiennes pour la qualité de l'environnement (RCQE) sont citées tout au long de cette annexe dans le but de fournir une évaluation préliminaire des concentrations dans les effluents quant à leur importance sur le plan écologique et à leurs effets potentiels sur les milieux récepteurs (CCME, 1999) en ligne à http://ceqg-rcqe.ccme.ca/?lang=fr.


Tableaux

Le tableau 5-1 présente les paramètres mesurés pour la caractérisation de l’effluent et le suivi de la qualité de l’eau. Les paramètres de la qualité de l’effluent sont associés aux paramètres de la qualité de l’eau et aux paramètres particuliers du site.

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Le tableau 5-2 présente un sommaire des utilisations recommandées des blancs et des duplicata sur le terrain et en laboratoire. Le nombre d’échantillons, le type de contrôle de la qualité (interne ou sur le terrain), les limites de contrôle, ainsi qu’une description sont indiqués pour chaque paramètre.

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Le tableau de l’annexe 1 du chapitre 5 décrit les justifications du choix des paramètres à mesurer aux fins de la caractérisation de l’effluent et du suivi de la qualité de l’eau. Les différentes sections comprennent les substances nocives et le pH selon l’annexe 3 du REMM, les paramètres inscrits à l’annexe 5 du REMM aux fins de la caractérisation des effluents et du suivi de la qualité de l’eau, les paramètres prescrits aux fins du suivi de la qualité de l’eau seulement, les autres paramètres propres au site dont la mesure est recommandée aux fins de la caractérisation des effluents et du suivi de la qualité de l’eau, les paramètres dont la mesure est recommandée aux fins de la caractérisation des effluents seulement et les paramètres propres au site dont la mesure est recommandée aux fins du suivi de la qualité de l’eau seulement.

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Chapitre 6

6. Essais de toxicité sublétale

6.1 Aperçu

6.2 Prélèvement des échantillons

6.3 Emplacement de l’échantillonnage

6.4 Fréquence des essais et production de rapports

6.5 Compilation des critères de toxicité sublétale et validation des résultats des essais

6.6 Interprétation des données par rapport aux objectifs de l’essai de toxicité

6.7 Description des essais de toxicité sublétale en eau douce et en eau salée

6.8 Eau de dilution dans les essais de toxicité sublétale en milieu d’eau douce

6.9 Prélèvement, expédition et entreposage des échantillons destinés aux essais de toxicité sublétale

6.10 Utilisation des essais de toxicité sublétale pour résoudre les problèmes posés par les facteurs de confusion

6.11 Références

Liste des tableaux


6. Essais de toxicité sublétale

6.1 Aperçu

Les essais de toxicité sublétale effectués dans le cadre du Programme d’études de suivi des effets sur l’environnement (ESEE) ont principalement deux fonctions : comparer les procédés et mesurer les changements dans la qualité de l’effluent, et aider à mieux comprendre la contribution relative de la mine en présence de rejets multiples.

Les essais de toxicité sublétale effectués dans le cadre du Programme d’ESEE pour les mines de métaux visent à obtenir une estimation des effets potentiels de leurs effluents sur les composantes biologiques (phytoplancton, zooplancton, invertébrés benthiques, poissons, macrophytes) dans la zone exposée, que ces composantes soient ou non mesurées directement sur le terrain.

Afin d’estimer les effets potentiels des effluents sur les composantes biologiques, des essais de toxicité sublétale doivent être menés en conformité avec les méthodes applicables prévues aux paragraphes (3) et (4) de l’article 5 de l’annexe 5 du Règlement sur les effluents des mines de métaux (REMM) (et avec les modifications successives de ces méthodes). Il faut procéder à quatre essais de toxicité sublétale sur des organismes dulcicoles (espèces de poissons, d’invertébrés, d’algues et de plantes) ou trois essais de toxicité sublétale sur des organismes marins ou estuariens (espèces de poissons, d’invertébrés et d’algues), selon le type de milieu récepteur étudié (article 5 de l’annexe 5 du REMM), et les résultats de ces essais doivent être consignés. Le choix de l’essai devrait tenir compte en premier lieu de la pertinence des espèces utilisées pour le milieu récepteur local et, en second lieu, de la disponibilité saisonnière des organismes d’essai.

La liste des méthodes recommandées pour les essais de toxicité sublétale figure au tableau 6-1. Le site Web suivant présente toutes les publications de la Section des méthodes biologiques d’Environnement Canada sur les méthodes d’essai biologique : http://www.ec.gc.ca/faunescience-wildlifescience/default.asp?lang=Fr&n=0BB80E7B-1. En ce qui concerne l’évaluation de la validité des résultats, des listes de vérification ont été établies pour chacun des essais et leurs options et figurent sur le site Web des ESEE (http://www.ec.gc.ca/esee-eem/default.asp?lang=Fr&n=D450E00E-1). L’information sur la sensibilité relative des différents essais de toxicité sublétale est présentée dans ESG (1999).

Pour en savoir plus sur l’interprétation des résultats des essais de toxicité sublétale pour suivre l’évolution de la qualité d’un effluent ou pour tout autre usage, veuillez consulter les sections 6.6 et 6.10.

Tableau 6-1 : Méthodes prescrites pour les essais de toxicité sublétale des effluents (longue description)
Description de l’essaiMilieu récepteurEspèces utilisées pour les essaisMéthodes
Essai sur des poissons aux premiers stades de leur cycle biologiqueEau de merCapucettes (Menidia beryllina ou Atherinops affinis)U.S. EPA (2002)
Eau douceMéné à grosse tête (Pimephales promelas)1 ou Truite arc-en-ciel (Oncorhynchus mykiss)Environnement Canada (1992a) ou Environnement Canada (1998)
Essai sur la reproduction des invertébrésEau de merÉchinides (oursins verts ou oursins plats)Environnement Canada (1992b)
Eau doucePuces d’eau (Ceriodaphnia dubia)Environnement Canada (2007a)
Essai de toxicité sur des plantes et des alguesEau de mer – algueAlgue rouge(Champia parvula)U.S. EPA (2002)
Eau douce – algueAlgue verte (Pseudokirchneriella subcapitata)Environnement Canada (2007b) ou MDDEP (2007)2
Eau douce – planteLenticule mineure ou lentille d’eau (Lemna minor)Environnement Canada (2007c)

1. Aux endroits où le Méné à grosse tête n’est pas une espèce indigène, Environnement Canada (1998) recommande d’utiliser la Truite arc-en-ciel.
2. Pour les essais sur Pseudokirchneriella subcapitata dans le cadre du Programme d’ESEE, certaines provinces et certains territoires jugent acceptables tant les exigences d’Environnement Canada (2007b) que celles du MDDEP (2007).
Remarque – Pour tous les essais de toxicité en milieu marin, il est recommandé de se conformer à la méthode proposée par Environnement Canada (2001) pour ajuster la salinité de l’échantillon d’effluent. Pour tous les essais de toxicité sublétale utilisant des organismes achetés à cette fin, il est recommandé de respecter les exigences d’Environnement Canada (1999) relatives à l’importation des organismes d’essai.

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6.2 Prélèvement des échantillons

Les essais de toxicité sublétale doivent être effectués sur une portion aliquote d’échantillons d’effluent prélevés conformément au paragraphe 4(2) de l’annexe 5 du REMM (caractérisation de l’effluent) (paragraphe 5(2) de l’annexe 5 du REMM).

Lors de la sélection de la période d’échantillonnage aux fins des essais de toxicité, les deux aspects suivants doivent être pris en compte :

  1. la période où l’effluent a le plus grand risque de répercussions néfastes sur l’environnement;
  2. le moment où le suivi biologique est réalisé afin de pouvoir établir des liens avec les effets observés dans la zone exposée.

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6.3 Emplacement de l’échantillonnage

Afin de déterminer lequel parmi les émissaires d’effluent est susceptible d’avoir le plus d’effets néfastes sur l’environnement, il convient de tenir compte de ce qui suit :

  • des charges mensuelles de substances nocives;
  • de la façon dont l’effluent se mélange dans la zone exposée;
  • des données historiques de caractérisation ou de toxicité sublétale.

Dans le cas où il est difficile de savoir quelle source de rejet risque le plus d’avoir des effets néfastes sur l’environnement, la mine peut choisir d’effectuer des essais de toxicité sublétale à l’aide d’une concentration unique à partir de chaque point de rejet final pour déterminer quelle source engendre les réactions sublétales les plus intenses.

Pour estimer l’intensité de la réaction engendrée par chaque source de rejet, il est possible d’observer et de noter le temps écoulé avant que la réaction se produise (p. ex., après avoir exposé des Ceriodaphnia dubia adultes à des échantillons d’effluent non dilués provenant de chaque source, le temps écoulé avant d’obtenir une mortalité de 25 % ou de 50 % des sujets exposés est noté). Si l’objectif premier est d’observer la survie, le TL25 ou le TL50 (temps écoulé entre l’exposition initiale et la mort de 25 % ou de 50 % des sujets exposés) est le critère ciblé. En pareilles circonstances, la réalisation d’essais utilisant une concentration unique constitue une approche rentable pour déterminer quelle source de rejet risque le plus d’avoir des effets néfastes sur le milieu récepteur.

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6.4 Fréquence des essais et production de rapports

Les essais de toxicité sublétale sont effectués deux fois par année civile pendant les trois premières années et, par la suite, une fois par année (paragraphe 6(2) de l’annexe 5 du REMM). Le premier essai doit être exécuté sur un échantillon d’effluent prélevé au plus tard six mois suivant la date à laquelle la mine devient assujettie à l’article 7 du REMM (paragraphe 6(1) de l’annexe 5).

Les résultats des essais de toxicité sublétale sont présentés à l’agent d’autorisation dans un rapport sur les études de suivi de l’effluent et de la qualité de l’eau. Le chapitre 5 comporte de plus amples informations sur le contenu du rapport sur les études de suivi de l’effluent et de la qualité de l’eau. Les exigences en lien avec la présentation des résultats des essais de toxicité sublétale sont décrites dans le REMM (à l’article 23, ainsi qu’à l’article 8 de l’annexe 5). Veuillez consulter le chapitre 10 pour en savoir plus sur la présentation électronique des données de toxicité sublétale.

Il est possible de consulter les méthodes d’essai mentionnées dans le tableau 6-1 pour connaître les exigences sur les rapports à présenter pour chaque méthode d’essai.

Le rapport doit comprendre ce qui suit :

  • les dates de prélèvement des échantillons aux fins des essais de toxicité sublétale;
  • l’emplacement du point de rejet final à partir duquel les échantillons ont été prélevés aux fins des essais de toxicité sublétale et les données sur la façon dont ce point a été choisi;
  • les résultats des essais de toxicité sublétale, y compris la concentration létale médiane (CL50), la concentration inhibitrice 25 % (CI251) et la concentration effective 25 % (CE25) (le cas échéant), les limites de confiance à 95 % et les statistiques quantitatives utilisées;
  • une description des mesures d’assurance et de contrôle de la qualité (AQ/CQ) appliquées et les données sur la mise en œuvre de ces mesures;
  • les données satisfaisant aux exigences minimales décrites dans les méthodes d’essai et les listes de contrôle de la toxicité sublétale.

Pour déterminer si elles peuvent utiliser ou non des données historiques de toxicité sublétale dans le cadre du Programme d’ESEE, les mines devraient tenir compte des aspects suivants :

  • les mesures d’assurance de la qualité en laboratoire prévues dans les méthodes présentées au tableau 6-1;
  • le nombre d’espèces étudiées (au moins trois espèces permettant de répondre à la question justifiant la conduite des essais);
  • la date des données (essais réalisés après le 31 décembre 1997);
  • la nature des conditions d’exploitation de la mine (p. ex., les conditions d’exploitation sont-elles demeurées inchangées depuis que les essais de toxicité sublétale ont été réalisés?);
  • la question à savoir si l’un des essais de toxicité sublétale a été réalisé sur un échantillon d’effluent en même temps qu’était effectué un suivi des poissons et des invertébrés benthiques sur le terrain.

Les données sur la toxicité fournies dans le cadre du Programme d’ESEE visant l’industrie des mines de métaux doivent être accompagnées d’une description du matériel, des méthodes et des calculs utilisés pour chaque essai. Les exigences minimales sur la production de rapports sont énoncées en détail dans les sections 8 ou 9 des méthodes d’essai toxicologique publiées par Environnement Canada. En ce qui concerne l’évaluation de la validité des résultats des essais, des listes de vérification ont été établies pour chaque option d’essai. Ces listes peuvent être consultées sur le site Web des ESEE à l’adresse : http://www.ec.gc.ca/esee-eem/default.asp?lang=Fr&n=D450E00E-1. Les exigences minimales en matière de rapports liées aux méthodes de l’U.S. Environmental Protection Agency (U.S. EPA, 2002) ont été adoptées aux fins des phases ultérieures des ESEE. En général, ces exigences concordent avec celles d’Environnement Canada.

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6.5 Compilation des critères de toxicité sublétale et validation des résultats des essais

Les critères de toxicité sublétale rapportés varient selon l’essai effectué (voir les méthodes d’essai dans le tableau 6-1), mais, pour illustrer notre propos, nous traiterons ici de la CI25. La moyenne géométrique2 de la CI25 (MG-CI25) pour une espèce donnée doit être calculée pour chaque phase.

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6.5.1 Validation des résultats des essais

Les équipes chargées de prélever les échantillons sur le terrain et celles chargées d’effectuer les essais de toxicité en laboratoire respecteront les procédures d’assurance de la qualité et du contrôle de la qualité (AQ/CQ) exposées dans les documents décrivant les méthodes d’essai de toxicité prescrites.

Par conséquent, une première étape dans l’interprétation des données sur la toxicité dans une ESEE devrait consister à résoudre les problèmes liés à l’AQ/CQ. Les exigences et les recommandations supplémentaires décrites ci-dessous s’ajoutent aux mécanismes d’assurance de la qualité présentés dans chacune des méthodes d’essai de toxicité sublétale :

  • les essais utilisant une substance toxique de référence doivent être menés de la même manière que ceux menés sur l’effluent ou sur l’eau de surface exposée à l’effluent;
  • un essai utilisant une substance toxique de référence doit avoir été réalisé dans les 30 jours entourant l’essai sur l’effluent ou sur l’eau de surface exposée à l’effluent;
  • tous les essais de toxicité sublétale sur les effluents doivent satisfaire aux critères de validité propres à l’essai;
  • les essais de toxicité sublétale doivent être entrepris dans les trois jours suivant le prélèvement des échantillons;
  • des critères de toxicité sublétale quantitatifs doivent être fournis pour tous les essais de toxicité sublétale des échantillons d’effluent ou d’eau exposée à l’effluent;
  • les critères de toxicité sublétale compris entre 0,1 % et 100 % doivent se situer dans l’intervalle d’au moins une concentration d’essai;
  • lorsque les essais de toxicité sublétale ne respectent pas les critères de validité des méthodes d’essai, ils seront répétés en utilisant un nouvel échantillon;
  • la présentation de valeurs « inférieures à » un seuil donné en tant que critère de toxicité sublétale n’est plus acceptée.

Les données pourraient être rejetées si une ou plusieurs des conditions essentielles de la méthode d’essai ne sont pas respectées (p. ex., non-respect des critères de santé des organismes, manipulations inappropriées de l’échantillon, absence d’un suivi minimal en cours d’essai, emploi de statistiques incorrectes pour le calcul des critères de toxicité sublétale).

Les laboratoires dont les mines de métaux retiennent les services pour l’exécution des essais de toxicité sublétale devraient être accrédités selon la norme ISO/CEI 17025:2005 de l’Organisation internationale de normalisation intitulée Exigences générales concernant la compétence des laboratoires d’étalonnages et d’essais, avec ses modifications successives.

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6.5.2 Compilation des critères de toxicité sublétale

Si l’effluent ne cause pas une inhibition sublétale ou un effet à 25 % lors des essais de toxicité sublétale en eau douce, alors la CI25 et la CE25 ne peuvent pas être calculées. Le résultat est rapporté sous la forme > 100 %.

À certaines concentrations, la mortalité peut aussi empêcher le calcul de la CI25 et de la CE25. Par exemple, il pourrait ne pas y avoir d’effets mesurés (mortalité, croissance ou reproduction) pour une concentration de 32 %, mais une mortalité appréciable à 56 %. Il serait alors impossible d’obtenir une bonne estimation de l’inhibition de la croissance ou de la reproduction pour une concentration de 56 %, et il serait, par conséquent, impossible de déterminer la CI25 et la CE25. Dans un tel cas, il faut supposer que la CI25 et la CE25 sont égales à la plus grande concentration, soit 56 % dans le cas présent.

Il devrait y avoir des CI25 pour chacune des espèces soumises à l’essai. L’information se résume en calculant la moyenne géométrique pour chaque groupe de valeurs de CI25. Ainsi, l’essai avec l’effluent d’une mine en six occasions produisant des valeurs de CI25 mesurées de 10 %, 15 %, 17 %, 23 %, 25 % et 30 % donnerait une moyenne géométrique de 19 %.

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6.6 Interprétation des données par rapport aux objectifs de l’essai de toxicité

6.6.1 Changements dans la qualité de l’effluent

La moyenne géométrique de la CI25 (MG-CI25) peut être comparée pour chaque espèce d’une phase à l’autre afin de déterminer l’évolution de la qualité de l’effluent dans le temps à chaque mine, d’une mine à l’autre ou selon le type de mine. Les modifications apportées aux procédés ou au traitement des effluents devraient entraîner des améliorations.

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6.6.2 Interprétation en présence de rejets multiples

La comparaison des données sur la toxicité de l’effluent d’une mine avec celles d’autres établissements industriels ou municipaux voisins peut aider à comprendre la contribution relative de chaque effluent à l’impact potentiel sur l’environnement. Lorsqu’elles sont connues, les données pertinentes sur la toxicité, le débit et la dispersion des autres effluents permettent de mieux comprendre le chevauchement des divers panaches ou les relations entre ceux-ci. Une autre méthode de comparaison de la charge relative (contribution à la toxicité) de chaque source en présence consiste à calculer le facteur de rejet toxique = [(100/MG-CI25) × débit]. Toutefois, ce calcul ne se rapporte pas au milieu récepteur, étant donné que la dispersion et la dilution de l’effluent ne sont pas prises en compte. Voir la section 6.10 pour plus de renseignements sur les facteurs de confusion.

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6.6.3 Contribution à l’approche fondée sur le poids de la preuve

Lorsque les données de toxicité sublétale donnent une CI25 inférieure à 30 %, les mines sont encouragées à calculer la portée géographique de la réponse dans la zone exposée et à cibler la zone où la concentration d’effluent est comparable à la CI25. Pour ce faire, elles ont besoin des données sur l’effluent et le débit récepteur du mois correspondant. L’estimation de la portée géographique potentielle de la réponse peut être présentée sous la forme d’une carte et être indiquée dans le rapport d’interprétation.

Une zone d’effets potentiels peut donner une indication approximative de l’étendue de l’inhibition à 25 % reliée à l’effluent dans l’environnement. Si, par exemple, la MG-CI25 d’une mine s’élève à 1 % v/v selon un essai donné, ce résultat correspondrait à une étendue de 1 % de la zone. Les CI25 propres aux invertébrés et aux plantes ne seront sans doute pas les mêmes, étant donné que la sensibilité varie d’une espèce à l’autre et compte tenu des différents paramètres des méthodes d’essai de toxicité sublétale. Par conséquent, elles peuvent avoir différentes zones d’effets potentiels.

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6.6.4 Considérations pour l’intégration des résultats des essais de toxicité

Il faut tenir compte des éléments suivants lorsqu’on se sert des données sur la toxicité pour estimer une zone d’effets potentiels.

1) Résultats des essais en laboratoire. Les essais de toxicité sublétale en laboratoire permettent d’estimer la toxicité pour chaque espèce étudiée dans des conditions étroitement contrôlées. Ces conditions ne reflètent pas les conditions environnementales observées au site à l’étude. Chapman (2000) décrit divers facteurs abiotiques et biotiques modificateurs qui sont présents dans le milieu récepteur non contrôlé et qui peuvent influer sur la réaction de l’organisme à une substance toxique en conditions naturelles.

2) Différences entre les espèces. Il importe de prendre en considération les différences dans la sensibilité des espèces à l’effluent des mines de métaux lorsque sont extrapolés les résultats des essais de toxicité sublétale en laboratoire aux effets sur le biote indigène.

3) Toxicité en amont de l’effluent. La description ci-dessus suppose que l’eau en amont de l’effluent ne contribue pas à la toxicité observée. Cette supposition serait erronée si des panaches se superposaient.

4) Types d’eaux réceptrices. Le pH, la dureté et le carbone organique dissous (COD) des eaux réceptrices et d’autres facteurs modifiant les conditions du milieu peuvent faire en sorte que la toxicité d’un effluent soit plus élevée ou plus faible que celle de l’eau de laboratoire.

5) Incertitudes liées au panache. Les calculs de dilution peuvent être difficiles à effectuer ou imprécis, et la position de la zone de mélange peut varier. En présence de telles incertitudes, l’estimation de l’étendue d’une zone d’effets potentiels comprend un degré d’incertitude équivalent.


6.7 Description des essais de toxicité sublétale en eau douce et en eau salée

Le tableau 6-2 présente une brève description des essais de toxicité sublétale en eau douce et en eau salée recommandés aux fins du Programme d’ESEE pour les mines de métaux. L’information sur la sensibilité relative des différents essais de toxicité sublétale est présentée dans ESG (1999).

Pour les essais en eau douce, l’eau du laboratoire ou du site peut servir de source d’eau de dilution et d’eau témoin. Pour les essais utilisant des organismes marins ou estuariens, la mine peut utiliser soit de l’eau de mer non polluée ou de l’eau de mer artificielle produite à partir de saumure hautement concentrée (SHC). Il est recommandé de suivre la procédure décrite dans Environnement Canada (2001) pour ajuster la salinité des échantillons d’effluents et de l’eau de dilution et pour préparer la saumure hautement concentrée.

Le cas échéant, il convient également de respecter les exigences sur l’importation des organismes d’essai (Environnement Canada, 1999) lorsque des organismes sont achetés en vue de les employer immédiatement dans des essais de toxicité sublétale.

Aux fins de l’AQ/CQ, le laboratoire doit valider et tenir des registres détaillés de tous les aspects concernant les échantillons, les organismes utilisés, l’entretien des cultures, les conditions dans lesquelles se sont déroulés les essais, le matériel et les résultats obtenus. La validité des données sur la toxicité des effluents est établie au moyen d’un essai faisant appel à un toxique de référence. Les données successives portant sur les toxiques de référence sont reportées sur une fiche de contrôle. Si les résultats sont compris à l’intérieur des limites prévues, le rendement du lot d’organismes utilisés aux fins des essais est validé. Les exigences minimales se rattachant à la présentation des résultats sont énoncées dans chacune des méthodes d’essai.

Le personnel technique affecté aux essais devrait posséder les compétences voulues pour pratiquer la culture ou l’élevage des algues, des macrophytes, des invertébrés et des poissons et pour réaliser des essais de toxicité en se conformant aux techniques d’aseptisation.

Pour des descriptions plus détaillées, veuillez consulter les documents correspondant à chaque méthode d’essai.

Tableau 6-2 : Descriptions des essais de toxicité sublétale en eau douce et en eau salée dans le cadre du Programme d’ESEE pour les mines de métaux (longue description)
EssaiObjectif et résultatsDescriptionMéthode d’essai biologique
Méthode d’essai biologiqueÉvaluer les effets de l’exposition à l’effluent sur des larves de poissons. Le résultat exprime la concentration à laquelle la croissance des larves est réduite de 25 % (CI25). Si la mortalité est importante, il est possible de calculer la concentration létale pour 50 % de la population étudiée (le résultat statistique est une CL50).La capucette est un petit poisson qui occupe des habitats divers et tolère une vaste gamme de température (2,9 °C à 32,5 °C) et de salinité (0 à 58 g/kg). La capucette est une espèce à ponte multiple, et la ponte peut être induite par une interruption diurne de la circulation de l’eau dans les bassins de culture. Les œufs adhèrent à la végétation dans le milieu naturel ou à la soie des filtres dans les bassins de laboratoire. Le temps d’éclosion des œufs est de six à sept jours lorsqu’ils sont incubés à 25 °C et maintenus dans une eau de mer dont la salinité est de 5 à 30 g/kg. Des larves âgées de 7 à 11 jours sont exposées à au moins cinq concentrations de l’échantillon d’effluent et à une solution témoin pendant sept jours à 25 °C dans un système à renouvellement périodique. Pendant ces sept jours, les larves sont nourries d’artémias une ou deux fois par jour, et les solutions sont renouvelées quotidiennement. À la fin de la période d’exposition de sept jours, les larves survivantes sont dénombrées et pesées individuellement pour évaluer les changements de croissance, et des comparaisons statistiques sont effectuées entre les larves exposées à l’effluent et les larves témoins. Pour que l’essai soit valide, le poids sec moyen des larves témoins doit être ≥ 0,50 mg, et le taux de survie des larves témoins doit être ≥ 80 %. L’essai nécessite environ 40 litres d’effluent.Short Term Methods for Estimating Chronic Toxicity of Effluent and Receiving Waters to Marine and Estuarine Organisms (troisième édition) (méthode de référence EPA-821-R-02-014), octobre 2002, publiée par l’U.S. EPA. Lorsque cette méthode est suivie, les exigences minimales se rattachant à la présentation de rapports énoncées dans les méthodes d’essai d’Environnement Canada doivent être respectées.
Essai de croissance et de survie sur des larves de capucettes barrées (Atherinops affinis)Évaluer les effets de l’exposition à l’effluent sur des larves de poissons. Le résultat exprime la concentration à laquelle la croissance des larves est réduite de 25 % (CI25). Si la mortalité est importante, il est possible de calculer la concentration létale pour 50 % de la population étudiée (le résultat statistique est une CL50).La capucette barrée est un petit poisson que l’on retrouve du golfe de Californie jusqu’à l’île de Vancouver. Elle se reproduit de mai à août, pondant ses œufs sur des algues benthiques dans le fond des estuaires et des baies. On a réussi à provoquer une fraie hors saison chez une population maintenue en laboratoire. Le déclenchement de la fraie est induit par une combinaison de trois stimuli environnementaux : éclairement, cycle des marées et température. Des larves âgées de 9 à 15 jours sont exposées à au moins cinq concentrations de l’échantillon d’effluent et à une solution témoin pendant sept jours à 20 °C dans un système à renouvellement périodique. Pendant ces sept jours, les larves sont nourries d’artémias deux fois par jour, et les solutions sont renouvelées quotidiennement. À la fin des sept jours d’exposition, les larves survivantes sont dénombrées et pesées individuellement pour évaluer les changements dans la croissance, et des comparaisons statistiques sont effectuées entre les groupes exposés à l’effluent et les groupes témoins. Pour que l’essai soit valide, le poids sec moyen des larves témoins doit être ³ 0,85 mg, et le taux de survie des larves témoins doit être ≥ 80 %. L’essai nécessite environ 40 litres d’effluent.Short Term Methods for Estimating Chronic Toxicity of Effluent and Receiving Waters to West Coast Marine and Estuarine Organisms (première édition) (méthode de référence EPA/600/R-95/136), août 1995, publiée par l’U.S. EPA. Lorsque cette méthode est suivie, les exigences minimales se rattachant à la présentation de rapports énoncées dans les méthodes d’essai d’Environnement Canada doivent être respectées.
Essai de croissance et de survie sur le Méné à grosse tête (Pimephales promelas)Évaluer les effets de l’exposition à l’effluent sur des poissons aux premiers stades de leur cycle biologique. Les résultats expriment la concentration à laquelle la croissance et la survie des larves sont réduites de 25 % (CI25). Si la mortalité est importante, il est possible de calculer la concentration létale pour 50 % de la population étudiée (le résultat statistique est une CL50).Le Méné à grosse têteest un petit poisson d’eau tempérée que l’on retrouve partout en Amérique du Nord dans les étangs et les portions lentes des cours d’eau. La femelle pond ses œufs sur la face inférieure d’une surface dure, et c’est le mâle qui veille sur la ponte jusqu’à l’éclosion. Des larves du Méné à grosse têteâgées de moins de 24 heures sont exposées pendant sept jours à au moins sept concentrations d’effluent et à une solution témoin sous incubation à 25 °C. Pendant ces sept jours, les larves sont nourries d’artémias deux ou trois fois par jour, et les solutions d’essai et les solutions témoins sont remplacées quotidiennement. À la fin de la période d’exposition de sept jours, les larves survivantes sont dénombrées et pesées individuellement pour évaluer les changements de croissance, et des comparaisons statistiques sont effectuées entre les larves exposées à l’effluent et les larves témoins. L’essai nécessite environ 40 litres d’effluent.Méthode d’essai biologique : essai de croissance et de survie sur des larves de tête-de-boule (rapport SPE 1/RM/22), février 1992, modifiée en septembre 2008, publiée par Environnement Canada.
Essai sur le développe-
ment d’un embryon de la Truite arc-en-ciel (Oncorhyn-
chus mykiss
)
Évaluer les effets de l’exposition à l’effluent sur des poissons aux premiers stades de leur cycle biologique. Les résultats expriment la concentration à laquelle la viabilité de l’embryon est réduite de 25 % (le résultat statistique est une CE25).La Truite arc-en-ciel est une espèce commune dans les rivières aux eaux froides et non polluées d’Amérique du Nord. Dans certaines régions, l’espèce n’est pas indigène, mais elle a été introduite dans le bassin hydrologique. Dans tout le pays, la Truite arc-en-ciel fait l’objet d’un élevage dans des écloseries commerciales. Les adultes migrent vers les eaux peu profondes pour frayer dans le gravier propre. Les œufs sont enfouis dans le gravier, et les jeunes s’y développent jusqu’à ce que leur vésicule vitelline se soit résorbée.
Aux fins de l’essai sur le développement de l’embryon, des œufs de Truite arc-en-ciel récemment fécondés sont exposés à une série de concentrations de l’échantillon d’effluent pendant sept jours à 14 °C. Les solutions d’essai sont renouvelées quotidiennement. Les embryons morts sont dénombrés et éliminés pendant l’essai. À la fin de l’essai, la viabilité des embryons est évaluée, et les embryons en santé sont dénombrés à des fins de comparaison statistique entre les groupes exposés et les groupes témoins. L’essai nécessite environ 80 à 90 litres d’effluent.
Méthode d’essai biologique : essais toxicologiques sur des salmonidés (truite arc-en-ciel) aux premiers stades de leur cycle biologique (méthode de référence SPE 1/RM/28), juillet 1998, publiée par Environnement Canada.
Essai sur la fécondation chez les échinides (oursins verts et oursins plats)Évaluer les effets de l’exposition à l’effluent sur le succès de la fécondation des œufs d’échinides. Les résultats expriment la concentration à laquelle le nombre d’œufs fécondés est réduit de 25 % (le résultat statistique est alors une CI25).Les échinides sont considérés comme des invertébrés évolués et complexes sur le plan structural. Sept espèces d’oursins verts et trois espèces de clypéastres (oursins plats) sont couramment observées dans les eaux côtières marines du Canada. La reproduction des échinides matures et gravides, mâles et femelles, est stimulée par une injection de chlorure de potassium. La semence d’au moins trois mâles est regroupée, et les rapports sont ajustés pour obtenir le rapport spermatozoïdes–œufs recherché. Les œufs d’au moins trois femelles sont regroupés, et les nombres sont ajustés pour obtenir 2000 œufs/ml. Le sperme est exposé pendant 10, 20 ou 60 minutes (selon l’option retenue pour l’essai) à une série de concentrations de l’échantillon d’effluent. Les œufs sont ensuite introduits dans les flacons pendant une période d’exposition additionnelle de 10 ou 20 minutes. L’essai se termine avec l’ajout de formol. Les œufs préservés (de l’ordre de 100 à 200 œufs) sont alors dénombrés et classés en deux groupes, fécondés ou non, sous un microscope grossissant 100 fois les objets. Pour que l’essai soit valide, le taux de fécondation dans la solution témoin doit être supérieur ou égal à 50 %, mais inférieur à 100 %, et la courbe dose-effet doit être positive et logique. L’essai nécessite environ un litre d’effluent.Méthode d’essai biologique : essai sur la fécondation chez les échinides (oursins verts et oursins plats) (méthode de référence SPE 1/RM/27), décembre 1992, modifiée en novembre 1997, publiée par Environnement Canada.
Essai de reproduction et de survie du cladocère Ceriodaphnia dubiaÉvaluer les effets de l’exposition à l’effluent sur la reproduction d’un invertébré. Les résultats expriment la concentration à laquelle le nombre moyen de jeunes par femelle est réduit de 25 % (CI25). Si la mortalité est importante, la concentration létale peut être calculée pour 50 % de la population exposée (le résultat statistique est une CL50).Ceriodaphnia est une espèce zooplanctonique abondante dans les lacs, les étangs et les zones calmes des cours d’eau de l’Amérique du Nord. Aux fins de l’essai, les Ceriodaphnia sont séparées de façon à obtenir une femelle adulte par éprouvette et à obtenir 10 réplicats par concentration. De jeunes Ceriodaphnia âgées de moins de 24 heures sont exposées à au moins sept concentrations de l’effluent et à une solution témoin à 25 °C. L’essai prend fin lorsque au moins 60 % des cladocères témoins survivants ont produit trois pontes de larves néonates ou à la fin d’une période de huit jours, selon la plus courte de ces deux périodes. Chaque jour pendant le déroulement de l’essai, la survie des adultes est évaluée, les jeunes produits sont retirés et dénombrés, et les solutions d’essai sont renouvelées. À la finde l’essai, le nombre d’adultes vivants et le nombre de jeunes produits par adulte dans trois pontes font l’objet d’une comparaison statistique entre les groupes exposés et les groupes témoins. L’essai nécessite trois à quatre litres d’effluent.Méthode d’essai biologique : essai de reproduction et de survie du cladocère Ceriodaphnia dubia (rapport SPE 1/RM/21), 2e édition, février 2007, publiée par Environnement Canada.
Essai de reproduction sexuée sur la macroalgue rouge ChampiaparvulaÉvaluer les effets de l’exposition à l’effluent sur la reproduction sexuée d’une macroalgue rouge marine. Le résultat exprime la concentration à laquelle le nombre de cystocarpes est réduit de 25 % (le résultat statistique est une CI25).Le plant mature de Champia parvula est creux, cloisonné et fortement ramifié. La propagation sexuée de nouvelles cultures est possible par bouturage (ramifications excisées), et le matériel de clonage peut ainsi être maintenu indéfiniment. Deux ramifications mâles et cinq ramifications femellessexuellement matures de Champia parvula sont exposées dans un système statique pendant deux jours à une série de concentrations de l’échantillon d’effluent, puis placées pour une période de récupération de cinq à sept jours dans une solution témoin. La période de récupération permet le développement sur les ramifications femelles de cystocarpes résultant de la fécondation induite pendant la période d’exposition. Pour que l’essai soit valide, la mortalité des femelles témoins doit être < 20 %, et le nombre moyen de cystocarpes par plant femelle témoin doit être ≥ 10. L’essai nécessite environ deux litres d’effluent.Short Term Methods for Estimating Chronic Toxicity of Effluent and Receiving Waters to Marine and Estuarine Organisms (troisième édition) (méthode de référence EPA-821-R-02-014), octobre 2002, publiée par l’U.S. EPA. Lorsque cette méthode est suivie, les exigences minimales se rattachant à la présentation de rapports énoncées dans les méthodes d’essai d’Environnement Canada doivent être respectées.
Essai d’inhibition de la croissance de l’algue Pseudo-
kirchne-
riella
subcapitata
Évaluer les effets de l’exposition à l’effluent sur la croissance d’une algue unicellulaire d’eau douce. Le résultat exprime la concentration à laquelle le nombre de cellules est réduit de 25 % (le résultat statistique est une CI25).Pseudokirchneriella subcapitata, une algue verte unicellulaire non motile en forme de croissant (40 à 60 micromètres3 [µm3]), est présente dans la plupart des plans d’eau douce de l’Amérique du Nord. Sa morphologie uniforme en fait une candidate idéale pour les numérations au compteur électronique de particules. Cette algue s’agglutine rarement, car elle ne possède pas de structures complexes et ne forme pas de chaînes. La croissance est suffisamment rapide pour permettre une numération précise des cellules après 72 heures. Des sujets axéniques (c.-à-d. issus de cultures pures préparées aseptiquement) à croissance exponentielle sont exposés aux solutions d’essai dans une microplaque statique à 96 cupules. Les algues sont exposées à une série de dilutions de l’échantillon d’effluent filtré, sur plusieurs générations, à température constante (24 °C) et sous éclairage continu pendant 72 heures. Le nombre de cellules algales formées dans les solutions exposées est comparé au nombre présent dans les solutions témoins. Un effluent est considéré comme toxique s’il provoque l’inhibition de la croissance des algues de façon statistiquement significative et que l’inhibition est fonction de la dose. L’essai nécessite moins d’un litre d’effluent.Méthode d’essai biologique : essai d’inhibition de la croissance d’une algue d’eau douce (méthode de référence SPE 1/RM/25), 2e édition, mars 2007, publiée par Environnement Canada
ou Détermination de la toxicité : inhibition de la croissance chez l’algue Pseudokirchneriella subcapitata(méthode de référence MA. 500-P.sub 1.0), septembre 1997, publiée par le Centre d’expertise en analyse environnementale du Québec, ministère du Développement durable, de l’Environnement et des Parcs du Québec.
Essai d’inhibition de la croissance de l’algue macroscopique Lemna minorÉvaluer les effets de l’exposition à l’effluent sur la croissance d’une plante d’eau douce. Le résultat exprime la concentration à laquelle le nombre de frondes et le poids sec des frondes sont réduits de 25 % (le résultat statistique est une CI25).Lemna minor (lenticule mineure ou lentille d’eau) est une petite plante vasculaire macrophyte qui prolifère à la surface ou juste en dessous de la surface des plans d’eau douce (étangs, lacs, eaux stagnantes et zones calmes des cours d’eau). Cette macrophyte commune se trouve pratiquement partout dans le monde, des zones tropicales aux zones tempérées, et dans la plupart des régions du Canada. Sa croissance est rapide et s’effectue par ramification latérale. Des plantes âgées de sept à dix jours et présentant une croissance rapide (la taille typique de la fronde Lemna minor est de 1 cm) sont exposées pendant sept jours à une série de concentrations de l’échantillon d’effluent dilué dans le milieu de croissance, sous incubation à 25 °C en présence d’un éclairement continu et de conditions statiques. Les plantes s’acclimatent au milieu d’essai durant 18 à 24 heures avant le début de l’essai. Les feuilles sont comptées et pesées à la fin de l’essai, et la croissance des plantes fait l’objet d’une comparaison statistique entre les groupes exposés et les groupes témoins. Pour que l’essai soit valide, à la fin de l’essai, le nombre de feuilles des plantes témoins doit être huit fois plus élevé qu’au départ. Le volume d’effluent requis aux fins de l’essai est d’environ un à deux litres.Méthode d’essai biologique : Essai de mesure de l’inhibition de la croissance de la plante macroscopique dulcicole Lemna minor(méthode de référence SPE 1/RM/37), 2e édition, janvier 2007, publiée par Environnement Canada.

6.8 Eau de dilution dans les essais de toxicité sublétale en milieu d’eau douce

6.8.1 Choix de l’eau de dilution

Les méthodes d’essai de toxicité sublétale requises dans le cadre du Programme d’ESEE pour les mines de métaux définissent clairement les conditions de culture et les procédures d’essai à suivre (Environnement Canada, 1992a, 1992b, 1998, 2007a, 2007b, 2007c; U.S. EPA, 1994a, 1994b, 1995, 2002). Certaines décisions sont laissées à la discrétion du laboratoire, du moment que les critères d’acceptabilité de l’essai normalisé sont respectés. Par exemple, les méthodes normalisées d’essais sur Ceriodaphnia,le Méné à grosse tête, Pseudokirchneriella et la Truite arc-en-ciel permettent l’utilisation d’eau souterraine ou d’eau de surface non contaminée, d’eau du robinet déchlorée ou d’eau reconstituée comme source d’eau pour la culture ou d’eau témoin et d’eau de dilution, tant que l’eau choisie ne compromet ni la santé des organismes, ni la validité des résultats de l’essai.

La plupart des laboratoires du Canada utilisent une eau « normalisée de laboratoire » pour répondre aux exigences en matière de culture et d’essai de routine. Les laboratoires sont généralement approvisionnés par un système d’eau souterraine naturelle (puits) ou une source d’eau municipale locale, qui doit être déchlorée et parfois tamponnée pour satisfaire aux critères de culture acceptables. L’eau désionisée reconstituée de manière à respecter les paramètres cibles de qualité de l’eau est également utilisée. L’utilisation de cette eau de laboratoire comporte les avantages suivants :

  • sa qualité peut être maintenue à un niveau constant, et le risque de contamination par des produits chimiques ou des organismes indésirables ou nocifs est minime;
  • le suivi régulier de la composition chimique de l’eau et de la santé des cultures et la réalisation d’essais avec des toxiques de référence permettent de s’assurer que l’eau est d’une qualité acceptable pour les essais de toxicité;
  • les cultures étant maintenues dans l’eau de laboratoire, aucun acclimatement supplémentaire des organismes n’est requis aux fins des essais d’exposition à des effluents ou à des substances chimiques lorsque cette eau est utilisée comme eau témoin et eau de dilution;
  • l’eau de laboratoire est normalement employée dans les essais réglementaires partout au Canada, car elle fournit une mesure de la toxicité inhérente des effluents et permet de comparer la qualité des effluents dans le temps.

Au cours du Programme d’ESEE du secteur minier, les laboratoires effectueront vraisemblablement la plupart de leurs essais de toxicité sublétale avec de l’eau de laboratoire comme source d’eau témoin et d’eau de dilution afin de pouvoir comparer leurs résultats entre eux et dans le temps. Il est également probable que, dans de nombreux essais de toxicité sublétale où la toxicité des effluents est mesurable, cette toxicité soit attribuée à des substances inorganiques telles que les métaux et l’ammoniac. En outre, la toxicité de l’effluent peut également dépendre de caractéristiques propres au site, notamment le pH, l’alcalinité et la dureté. Ces caractéristiques peuvent être contrôlées et reproduites en laboratoire s’il est souhaité que les résultats de l’essai reflètent les conditions du site. Toutefois, une mine peut décider d’évaluer la toxicité de son effluent à l’aide d’une eau de surface non exposée (comme source d’eau témoin et d’eau de dilution), à condition que l’échantillon ne soit pas exposé à l’effluent. Par ailleurs, la mine peut également utiliser une zone de référence dont les caractéristiques physicochimiques sont semblables à celles du site pour obtenir l’eau témoin et l’eau de dilution.

L’utilisation d’eau de surface non exposée peut être particulièrement utile pour ce qui suit :

Estimation de l’effet atténuant ou stimulant de l’eau de surface non exposée utilisée comme eau de dilution sur l’expression de la toxicité de l’effluent ou de l’eau de surface exposée à l’effluent

Bien que des essais parallèles portant sur des effluents et des eaux de surface exposées à des effluents et utilisant l’eau des sites étudiés et l’eau de laboratoire à dureté ajustée aient produit des résultats similaires (BEAK, 1998, 1999), il est impossible de simuler toutes les caractéristiques physicochimiques de l’eau du site en utilisant l’eau de laboratoire. Par conséquent, si certaines caractéristiques de l’eau du site autres que la dureté, l’alcalinité et le pH sont soupçonnées d’influencer l’expression de la toxicité, il peut être utile d’effectuer les essais de toxicité à l’aide de l’eau du site pour bien tenir compte des effets qui sont propres au site.

L’eau de surface non exposée peut être de l’eau du site de la mine qui a été prélevée en amont d’un point de rejet d’effluent ou dans une zone de référence voisine. Les caractéristiques physiques, chimiques et biologiques de l’eau de surface non exposée du site de la mine peuvent varier dans le temps.

L’utilisation d’eau de surface non exposée comme source d’eau témoin et d’eau de dilution comporte toutefois les inconvénients suivants :

  • les essais peuvent nécessiter des volumes relativement importants d’eau de surface non exposée, ce qui peut entraîner une augmentation des coûts de prélèvement, d’expédition et d’entreposage des échantillons d’eau du site;
  • certains organismes de laboratoire doivent s’acclimater à l’eau de surface non exposée si cette eau présente des caractéristiques physicochimiques nettement différentes de celles de l’eau de laboratoire (voir la section 6.9.1);
  • il faut obligatoirement passer l’eau dans un filtre de 60 µm pour éviter que les populations indigènes de micro-organismes ou de macro-organismes présents dans l’eau de surface ne compromettent la santé des organismes utilisés dans les essais de laboratoire.

En dépit de ses inconvénients sur les plans pratique et technique en tant qu’eau témoin ou eau de dilution, l’eau de surface non exposée peut fournir davantage de renseignements toxicologiques propres au site. Les avantages associés à son utilisation sont les suivants :

  • elle reflète les caractéristiques physicochimiques du milieu récepteur;
  • elle pourrait indiquer le potentiel d’effets non liés au rejet;
  • les essais réalisés avec l’eau de surface non exposée reflètent probablement mieux l’influence des caractéristiques du milieu récepteur sur la puissance des toxiques que ceux effectués avec l’eau de laboratoire.

Au Canada, cette pratique est contraignante du point de vue logistique à cause des grands volumes d’eau devant être expédiés sur de longues distances. Toutefois, il a été montré récemment qu’il est possible de trouver un ou deux organismes d’essai susceptibles de détecter les changements de la qualité de l’effluent qui sont propres à un site donné, de sorte que des essais employant seulement une ou deux espèces pourraient être effectués pour certaines eaux réceptrices (Taylor et al., 2010). Par exemple, l’essai sur les algues Pseudokirchneriella demande de moins grands volumes d’eau, ce qui en fait l’essai idéal pour évaluer les effets des propriétés chimiques du milieu récepteur sur la toxicité de l’effluent (Taylor et al., 2010). Les mines devraient choisir le type d’eau convenant le mieux aux objectifs de leurs études.

Il convient de noter que l’utilisation de l’eau du site comme source d’eau de référence comporte un risque de réponses sublétales. Beak International Inc. (BEAK, 1998) attribue ce problème à la présence de micro-organismes indigènes infectant les organismes de laboratoire. L’équipe de BEAK est parvenue à réduire la mortalité provoquée par ces micro-organismes en faisant bouillir l’eau du site avant de l’utiliser pour les essais.

Dans le cadre d’une vaste analyse des études de toxicité, Sprague (1997) a comparé les résultats des essais de toxicité à l’impact sur les eaux réceptrices et a conclu qu’il y a en général une corrélation entre les effets mesurés dans les essais de toxicité sublétale et les effets environnementaux, particulièrement si de l’eau prélevée en amont du point de rejet de l’effluent est employée comme source d’eau témoin et d’eau de dilution.

Quand un essai de toxicité sublétale a pour objet d’estimer les effets propres au site des contaminants, l’emploi d’eau de surface non exposée prélevée à proximité de la mine comme source d’eau témoin et d’eau de dilution est recommandé par Environnement Canada, l’U.S. EPA et l’American Society for Testing and Materials (ASTM) dans leurs publications sur les méthodes recommandées et les guides connexes (Environnement Canada, 1992a, 1992b, 1998, 2007a, 2007c; U.S. EPA, 1994a; ASTM, 1998).

Tableau 6-3 : Spécifications des méthodes d’essai recommandées par Environnement Canada et recommandations pour le prélèvement, l’entreposage et l’utilisation de l’eau de dilution prélevée sur le site (longue description)
CritèresCeriodaphnia dubiaMéné à grosse têtePseudokirchneriellasubcapitataLemna minorEmbryon de Truite arc-en-ciel
Eau de dilution acceptable
Pour la cultureEau souterraine, eau de surface, eau déchlorée, eau reconstituée, eau minérale diluée ou eau réceptrice non contaminéeEau souterraine, eau de surface ou eau déchlorée non contaminéeMilieu de cultureMilieu Hoagland E+Eau souterraine, eau de surface, eau reconstituée, eau déchlorée ou eau réceptrice
Pour les essaisEau reconstituée, eau déchlorée, eau souterraine ou de surface non contaminée, eau réceptriceEau reconstituée, eau déchlorée, eau souterraine ou de surface non contaminée, eau réceptriceEau de qualité « réactif », eau réceptrice, eau souterraine, eau de surface ou eau reconstituée non contaminéeMilieu de croissance APHA modifié, milieu de croissance ISN, eau réceptriceEau souterraine, eau de surface, eau reconstituée, eau déchlorée ou eau réceptrice
Eau du site
Point de prélèvementEn amont ou dans une zone adjacente non exposée à l’effluentEn amont ou dans une zone adjacente non exposée à l’effluentEn amont ou dans une zone adjacente non exposée à l’effluentEn amont ou dans une zone adjacente non exposée à l’effluentEn amont ou dans une zone adjacente non exposée à l’effluent
Méthode de prélèvementComme pour l’effluentComme pour l’effluentComme pour l’effluentComme pour l’effluentComme pour l’effluent
Méthode d’acclimate-
ment
Acclimater au moins deux générations de géniteurs avant de recueillir des néonates pour les essaisAcclimater des géniteurs avant d’entreprendre les essaisAucun acclimatement requisPlacer les plantes dans de l’eau de dilution prélevée sur le site, 18 à 24 heures avant les essaisAucun acclimate-
ment requis
Justification de l’acclimate-
ment
Procéder à l’acclimatement si les plages de dureté et d’alcalinité diffèrent de ± 20 % de celles de l’eau de culture.Procéder à l’acclimatement si les plages de dureté et d’alcalinité diffèrent de ± 20 % de celles de l’eau de culture.s.o.Nécessaire pour tous les types de milieu d’essais.o.
TraitementsFiltre de 60 µm, ébullition si nécessaireFiltre de 60 µm, ébullition si nécessaireFiltre de 0,45 µmFiltre de 1 µm, puis de 0,22 µm, milieu additionné de nutriantsFiltre de 60 µm, ébullition si nécessaire
EntreposageDe préférence pas plus de 14 jours; maximum d’un mois à 4 °C; éliminer tout espace vide dans le contenant.De préférence pas plus de 14 jours; maximum d’un mois à 4 °C; éliminer tout espace vide dans le contenant.De préférence pas plus de 14 jours; maximum d’un mois à 4 °C; éliminer tout espace vide dans le contenant.De préférence pas plus de 14 jours; maximum d’un mois à 4 °C; éliminer tout espace vide dans le contenant.De préférence pas plus de 14 jours; maximum d’un mois à 4 °C; éliminer tout espace vide dans le contenant.
Pendant les essais de toxicitéInclure une eau témoin de laboratoire. Si les résultats de l’essai préliminaire révèlent une anomalie, faire bouillir l’eau. Si l’anomalie persiste, employer de l’eau de laboratoire dont la dureté a été ajustée au préalable.Inclure une eau témoin de laboratoire. Si les résultats de l’essai préliminaire révèlent une anomalie, faire bouillir l’eau. Si l’anomalie persiste, employer de l’eau de laboratoire dont la dureté a été ajustée au préalable.Inclure une eau témoin de qualité « réactif ».Inclure une eau témoin de laboratoire.Inclure une eau témoin de laboratoire. Si les résultats de l’essai préliminaire révèlent une anomalie, faire bouillir l’eau. Si l’anomalie persiste, employer de l’eau de laboratoire dont la dureté a été ajustée au préalable.

Légende – APHA : American Public Health Association. ISN : Institut suédois de normalisation.

Si l’emploi d’eau de dilution de surface non exposée pour prédire les effets propres au site est couramment accepté, c’est parce que l’interaction des contaminants avec les caractéristiques de la qualité de l’eau est connue. Par exemple, il est établi que les caractéristiques physicochimiques de l’eau comme le pH, l’alcalinité et la dureté influent sur la toxicité des métaux (l’action de ces facteurs a été examinée par Wang, 1997 et Sprague, 1995). Toutefois, des études comparant les résultats d’essais de toxicité sur des effluents et des eaux de surface exposées à des effluents de quatre mines différentes ont révélé que l’utilisation d’eau de surface non exposée ou d’eau de laboratoire comme source d’eau de dilution fournit des estimations comparables de la toxicité, en particulier si la dureté, l’alcalinité et le pH de l’eau de laboratoire ont été ajustés en fonction des mêmes paramètres de l’eau du site (BEAK, 1998, 1999). Par conséquent, l’utilisation d’eau de dilution prélevée sur le site n’est pas toujours nécessaire, puisqu’il est possible de préparer les eaux de laboratoire de manière à ce qu’elles reflètent certaines caractéristiques de l’eau du site comme la dureté, le pH et l’alcalinité.

La présence de teneurs naturellement élevées en carbone organique est une caractéristique importante de certaines eaux de sites miniers; le carbone organique est connu pour atténuer les effets de la toxicité des métaux en réduisant leur biodisponibilité. Des concentrations de carbone organique dissous (COD) pouvant atteindre 58 mg/L ont été observées dans certains lacs de l’Ontario (Neary et al., 1990, cité par Welsh et al., 1993). La présence de telles concentrations peut influer sur l’expression de la toxicité des métaux dans les matrices d’effluent ou d’eau de surface exposée à l’effluent. Toutefois, aucune différence significative dans la réaction des organismes n’a été observée dans le cadre d’essais parallèles de toxicité d’un effluent minier réalisés avec de l’eau du site présentant une concentration modérément élevée de carbone organique (concentration de carbone organique total de 9,4 mg/L) et de l’eau de laboratoire dont la dureté avait été préalablement ajustée (BEAK, 1999). Il convient de noter que la présence d’une forte teneur en carbone organique n’entraîne pas nécessairement une réduction de la biodisponibilité des métaux. Dans les eaux très dures, le calcium et le magnésium peuvent être présents en concentrations suffisamment élevées pour se lier à l’acide humique (qui forme la majeure partie du carbone organique). Les sites de liaison avec l’acide humique seraient donc limités, et la liaison des ions métalliques libres serait compromise. En pareilles circonstances, la toxicité sublétale de l’effluent ne serait pas réduite par la forte teneur en COD des eaux réceptrices (Winner, 1985). De plus, le type de matières organiques influe aussi sur la biodisponibilité des métaux (p. ex., les matières organiques plutôt allochtones diminuent davantage la toxicité du Cu que les matières organiques naturelles se rapprochant des substances autochtones; Schwartz et al., 2004), ce qui complique l’interprétation du rôle du COD dans la réduction de la toxicité des métaux pour le biote aquatique.

Comparaison de la toxicité de l’effluent ou de l’eau de surface exposée à l’effluent avec celle d’une eau contaminée prélevée en amont

Si l’eau d’amont est contaminée par des sources diffuses ou ponctuelles de pollution qui sont sans rapport avec l’exploitation de la mine, cette dernière peut décider d’utiliser cette eau comme source d’eau de dilution dans le cadre des essais de toxicité de manière à pouvoir comparer adéquatement les réactions des organismes étudiés, mais seulement si cette eau ne compromet pas la santé des organismes. Dans le cas où elle nuirait à la santé des organismes, on peut évaluer cette eau séparément au moyen d’une série de dilutions afin d’en quantifier les effets, en utilisant comme eau témoin et eau de dilution de l’eau non contaminée provenant d’un site de référence ou de l’eau de laboratoire.


6.9 Prélèvement, expédition et entreposage des échantillons destinés aux essais de toxicité sublétale

Les procédures de prélèvement, d’expédition et d’entreposage de l’eau de dilution recueillie sur le site sont énoncées dans chacune des méthodes d’essai d’Environnement Canada et de l’Environmental Protection Agency des États-Unis (Environnement Canada, 1992a, 1992b, 1998, 2007a, 2007b, 2007c; U.S. EPA, 1994a, 1994b). Le tableau 6-4 présente des estimations des volumes d’eau du site requis pour la réalisation d’une série d’essais dans le cadre des ESEE, de même que des estimations des volumes d’effluents ou d’eau de surface exposée à des effluents. Comme le recommande l’U.S. EPA (1994a), les échantillons d’eau de dilution prélevés sur le site doivent être représentatifs du plan d’eau et ne pas avoir été perturbés par un ruissellement récent ou une érosion récente qui pourraient faire augmenter la concentration des matières totales en suspension dans l’eau.

Tableau 6-4 : Volumes d’eau de dilution/d’eau témoin et volumes de l’effluent correspondant pour les essais de toxicité sublétale* (longue description)
EssaiVolume d’eau de dilution (L)Volume d’effluent (L)
Méné à grosse tête4521
Truite arc-en-ciel (essai sur les embryons)300125
Ceriodaphnia dubia104
Pseudokirchneriella subcapitata11
Lemna minor5 (systèmes statiques)
12 (systèmes à renouvellement périodique)
2 (systèmes statiques)
5 (systèmes à renouvellement périodique)
Série d’essaisVolume d’eau de dilution (L)Volume d’effluent (L)
Méné à grosse tête, Ceriodaphnia, Pseudokirchneriella subcapitata, Lemna (systèmes statiques)6530
Méné à grosse tête, Ceriodaphnia, Pseudokirchneriella subcapitata, Lemna (systèmes à renouvellement périodique)7235
Embryons de Truites arc-en-ciel, Ceriodaphnia, Pseudokirchneriella subcapitata, Lemna (systèmes statiques)325140
Embryons de Truites arc-en-ciel, Ceriodaphnia, Pseudokirchneriella subcapitata, Lemna (systèmes à renouvellement périodique)330150

Remarque – Tous les volumes sont calculés en fonction d’un groupe témoin et de sept concentrations d’essai, sauf pour l’essai sur les embryons de Truites arc-en-ciel, pour lesquels les volumes sont calculés selon un groupe témoin et cinq concentrations d’essai. Pour le Méné à grosse tête, on suppose un volume d’essai de 500 ml et trois réplicats (échantillons répétés), et pour Lemna minor, un volume d’essai de 150 ml et quatre réplicats.
* Les volumes d’effluent estimés pour les essais de toxicité sublétale en milieu marin ou estuarien sont présentés dans le tableau 6-2.

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6.9.1 Acclimatement des organismes d’essai

Il est recommandé d’acclimater les organismes de culture avant de les exposer à l’eau du site. Comme l’utilisation de l’eau du site comme source d’eau témoin et d’eau de dilution vise à prédire plus précisément l’effet de l’effluent dans les eaux réceptrices, c’est en utilisant des organismes adaptés aux conditions physicochimiques du milieu récepteur que les prédictions les plus fiables sont obtenues. Par exemple, Lloyd (1965) a découvert que les poissons élevés en eau dure doivent perdre du calcium pour devenir aussi sensibles aux métaux que les poissons élevés dans des eaux plus douces. Par conséquent, si l’eau du site destinée à servir d’eau de dilution est plus douce que l’eau du laboratoire, l’acclimatement des poissons aux conditions du site leur permet de perdre les quantités de calcium voulues avant le début des essais. Inversement, si l’eau prélevée sur le site est plus dure que l’eau du laboratoire, l’acclimatement leur permettra d’accumuler du calcium avant le début des essais.

Les méthodes d’Environnement Canada préconisant l’utilisation de Ceriodaphnia dubia et du Méné à grosse tête recommandent de maintenir les cultures dans de l’eau dont la dureté, l’alcalinité et le pH sont comparables (à 20 % près) à ceux de l’eau du site utilisée comme eau de dilution (Environnement Canada, 1992a, 2007a). Étant donné que de nombreuses mines canadiennes sont situées sur les rives de cours d’eau ou de lacs dont la dureté est faible, il est probable qu’il faudra acclimater les organismes de culture en vue des essais. Dans une étude entreprise en 1997 dans le cadre du Programme d’évaluation des techniques de mesure d’impacts en milieu aquatique (ETIMA), BEAK a mis au point une procédure de pré-acclimatement applicable au Méné à grosse têteet à Ceriodaphnia dubia (BEAK, 1998, 1999). Des améliorations ont subséquemment été apportées à cette procédure au cours de l’étude réalisée en 1999. Selon la dureté, l’alcalinité et le pH prévus de l’eau du site, les cultures sont graduellement exposées à de l’eau de laboratoire dont la dureté a été réduite sur une période de plusieurs jours jusqu’à l’obtention du seuil recherché. Cette procédure est une adaptation de la méthode employée en 1996 par B.A.R. Environmental Inc. (BAR) pendant le programme ETIMA, alors que les cultures avaient été graduellement acclimatées à de l’eau de laboratoire à dureté ajustée et à de l’eau du site, chaque fois que les essais préalables avaient révélé des effets négatifs chez les organismes de laboratoire non acclimatés (BAR, 1997).

Aux fins du pré-acclimatement des cultures, il est possible de préparer de l’eau de laboratoire à dureté réduite en diluant l’eau de laboratoire normalisée avec de l’eau désionisée. À l’inverse, la dureté de l’eau peut être augmentée en ajoutant dans les proportions appropriées les sels utilisés pour la préparation de l’eau reconstituée (tableau 6-5). Lorsqu’on ajuste la dureté de l’eau, il est important de maintenir un degré d’alcalinité correspondant à la dureté, car l’alcalinité affecte la spéciation des métaux (U.S. EPA, 2002; Laurén et McDonald, 1986). Les relations entre la dureté et l’alcalinité sont exposées au tableau 6-5, et des valeurs additionnelles peuvent être interpolées (U.S. EPA, 1994b) à partir de ces résultats.

Ci-dessous se trouve une description détaillée des modalités pour le pré-acclimatement de Ceriodaphnia dubia et du Méné à grosse tête. Quand la dureté est modifiée, il faut supposer un changement correspondant de l’alcalinité et du pH. Les méthodes d’acclimatement pour l’essai sur la Truite arc-en-ciel ne sont pas présentées, puisque les œufs sont directement acheminés de l’écloserie et sont utilisés dans les 24 heures qui suivent (Environnement Canada, 1998). De même, les cultures de Pseudokirchneriellaet de Lemna sont maintenues dans des milieux normalisés qui diffèrent des milieux d’essais courants, bien que les cultures de Lemna puissent être soumises à un certain acclimatement, les plantes étant transférées dans le milieu d’essai 18 à 24 heures avant le début des essais (Environnement Canada, 2007c).

Tableau 6-5 : Préparation de divers degrés de dureté et d’alcalinité (description longue)
Type d’eauRéactif ajouté (mg/L)1Qualité finale de l’eau
NaHCO3CaCSO4-2H20MgSO4KCLpH3Dureté4Alcalinité4
Très douce12,07,57,50,56,4–6,810–1310–13
Douce48,030,030,02,07,2–7,640–4830–35
Modérément dure96,060,060,04,07,4–7,880–10060–70
Dure192,0120,0120,08,07,6–8,0160–180110–120
Très dure384,0240,0240,016,08,0–8,4280–320225–245

Source : U.S. EPA(1994a).
1 Produits chimiques de qualité « réactif » ajoutés à l’eau désionisée.
2 Chlorure de potassium.
3 Équilibre approximatif du pH après 24 heures d’aération.
4 Exprimée en milligrammes de CaCO3 par litre.

Ceriodaphnia dubia

Les cultures de Ceriodaphnia sont préparées et maintenues conformément à la méthode normalisée d’Environnement Canada. Pour le pré-acclimatement des cultures à la dureté de l’eau de dilution prélevée sur le site, il faut exposer une couvée de larves néonates âgées de moins de 24 heures à de l’eau dont la dureté a été réduite de 20 % par rapport à celle de l’eau de laboratoire en y ajoutant de l’eau désionisée. Chaque jour, les organismes sont transférés dans de nouvelles solutions dont la dureté est chaque fois de nouveau réduite de 20 ou de 30 %. Lorsque le seuil de dureté recherché est atteint (en une semaine environ) et que les organismes de culture satisfont aux critères de santé énoncés dans la méthode d’Environnement Canada (production d’au moins trois couvées, production totale d’au moins 15 larves néonates par adulte et mortalité inférieure à 20 % parmi les adultes), une nouvelle ponte est induite. Les cultures de la deuxième génération sont maintenues dans de l’eau à dureté ajustée jusqu’à ce que les organismes répondent aux critères de santé (environ une semaine). Si la dureté est trop faible, il faut ajouter du sélénium et de la vitamine B12 à l’eau de culture à dureté ajustée, comme le recommande la méthode normalisée.

Méné à grosse tête

Dans le cadre des études réalisées en 1996 et 1997 pour le Programme ETIMA, BAR et BEAK ont procédé à l’acclimatement et au pré-acclimatement du Méné à grosse tête dans des bassins d’élevage, en ajustant graduellement la dureté et l’alcalinité de l’eau jusqu’à l’obtention de valeurs comparables à celles de l’eau du site (eau de laboratoire à dureté ajustée) (BAR, 1997; BEAK, 1998). Les œufs ont été prélevés et maintenus dans l’eau de laboratoire à dureté ajustée jusqu’à l’éclosion. Des travaux préliminaires réalisés par BEAK au début de 1999 ont toutefois montré que les œufs pouvaient éclore dans l’eau de laboratoire à dureté ajustée sans avoir subi de pré-acclimatement dans les bassins d’élevage. L’omission de l’étape du pré-acclimatement dans les bassins d’élevage permet de réduire le volume d’eau de laboratoire à dureté ajustée requise pour le pré-acclimatement tout en maintenant un stock d’œufs capables d’éclore dans un certain nombre de types d’eau différents. L’éclosion des œufs est induite conformément à la méthode normalisée d’Environnement Canada, avec renouvellement de l’eau toutes les 24 heures.

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6.9.2 Essais préliminaires

Une fois qu’ils ont été pré-acclimatés aux conditions physicochimiques de l’eau du site, les organismes peuvent être exposés à l’eau du site dans le cadre d’essais préliminaires. Si ces organismes satisfont aux critères d’acceptabilité pour le contrôle de la méthode d’essai, l’eau du site peut être considérée comme acceptable comme eau de dilution si elle répond aux critères de validité pour le contrôle de la méthode d’essai. Dans le cadre d’un essai préliminaire, une comparaison des réactions dans l’eau du site avec les réactions dans l’eau de laboratoire peut révéler une réduction statistiquement significative de la reproduction et(ou) de la survie, même si le groupe exposé à l’eau du site satisfait aux critères d’acceptabilité pour le contrôle de l’essai. Tant que l’eau du site respecte les critères de validité pour le contrôle de la méthode d’essai, elle peut être considérée comme acceptable aux fins des essais. Pour en savoir plus, veuillez consulter les méthodes d’essai d’Environnement Canada.

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6.9.2.1 Anomalies décelées durant les essais préliminaires

S’il est permis aux organismes de s’acclimater graduellement aux caractéristiques physicochimiques de l’eau du site en les exposant à