Rapport final d’évaluation préalable pour Aspergillus oryzae ATCC 11866

Environnement Canada

Santé Canada

Janvier 2017

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Table des matières

• Sommaire
• Introduction
• Décisions provenant de compétences nationales et internationales
  • Compétences nationales
  • Compétences internationales
• 1. Évaluation du danger
  • 1.1 Caractérisation d’Aspergillus oryzae
  • 1.1.1 Identification taxonomique et historique de la souche
  • 1.1.2 Propriétés biologiques et écologiques
  • 1.1.3 Effets
  • 1.2 Gravité du danger
  • 1.2.1 Environnement
  • 1.2.2 Santé humaine
• 2. Évaluation de l’exposition
  • 2.1 Sources d’exposition
  • 2.2 Caractérisation de l’exposition
  • 2.2.1 Exposition de l’environnement
  • 2.2.2 Exposition humaine
• 3. Caractérisation du risque
• 4. Conclusion
• 5. Références
• Annexes
  • Annexe A : Croissance d’Aspergillus oryzae ATCC 11866 dans divers milieux
  • Annexe B : Métabolites secondaires produits par Aspergillus oryzae et Aspergillus flavus

Liste des tableaux

• Tableau 1-1 Comparaison des caractéristiques morphologiques d’A. oryzae ATCC 11866 avec celles de la souche type d’A. oryzae et du représentant de la souche pathogène la plus étroitement apparentée, A. flavus
• Tableau 1-2 : Concentration minimale inhibitrice (CMI) pour A. oryzae ATCC 11866a
• Tableau A-1 Croissance d’A. oryzae ATCC 11866 en milieu liquide à diverses températures ^a
• Tableau A-2 Caractéristiques de croissance d’A. oryzae ATCC 11866 sur milieu solide à diverses températures ^a
• Tableau B-1 Liste de toxines et de métabolites secondaires produits par Aspergillus oryzae/flavus

Listes des figures

• Terminologie employée pour décrire la morphologie du conidiophore aux fins d’identification des espèces du genre Aspergillus

Sommaire

Conformément à l’alinéa 74b) de la Loi canadienne sur la protection de l’environnement (1999) (LCPE), les ministres de l’Environnement et de la Santé ont procédé à une évaluation préalable de la souche ATCC 11866 d’A. oryzae.

A. oryzae ATCC 11866 est un champignon du groupe Aspergillus flavus et possède des caractéristiques communes avec deux espèces de ce groupe, A. oryzae et A. flavus.

A. oryzae est présent dans les installations où il est utilisé pour la fermentation alimentaire, principalement au Japon et en Chine, mais on le trouve occasionnellement dans le sol ou sur des matières végétales en décomposition. A. oryzae est considéré par certains taxonomistes comme un groupe de souches domestiquées d’A. flavus qui ont perdu la capacité de produire des aflatoxines et qui présentent une sporulation clairsemée ainsi que du mycélium aérien floconneux. Même si A. oryzae est presque identique à A. flavus du point de vue génétique, il est classé comme une espèce distincte afin d’indiquer qu’il s’agit de souches convenant à la production alimentaire. Il n’y a aucune donnée probante dans la littérature scientifique qui indique qu’A. oryzae est un agent phytopathogène ou zoopathogène, même si quelques cas d’infection ont été signalés chez des animaux exposés à des facteurs prédisposants. Dans des circonstances normales, il est peu probable qu’il pose un risque grave pour les animaux d’élevage en santé ou d’autres organismes dans l’environnement. Les données tirées de la littérature scientifique indiquent qu’A. oryzae est peu susceptible de causer des infections chez les personnes en santé ou affaiblies.

A. flavus est généralement considéré comme omniprésent dans la nature et a la capacité de croître dans divers habitats terrestres et aquatiques. A. flavus est un agent phytopathogène qui est associé à des maladies chez le maïs, les graines de coton, les noix et les cultures d’oléagineux. A. flavus a également été signalé comme zoopathogène opportuniste causant des mycoses (infections), surtout chez des oiseaux, et des mycotoxicoses (maladies provenant de l’ingestion d’aliments pour animaux contaminés par des toxines), provoquant divers symptômes pouvant affaiblir l’hôte. A. flavus peut causer des infections des sinus et des yeux chez des personnes en santé ainsi que des maladies pulmonaires et des infections systémiques potentiellement mortelles chez les groupes vulnérables (p. ex. les nourrissons et les personnes âgées, les sujets immunodéprimés et ceux atteints d’une maladie concomitante débilitante).

Quelques rares cas de réactions allergiques causées par l’une ou l’autre de ces espèces ont été signalés chez les humains et les animaux, dont une hypersensibilité chez des personnes vulnérables.

La souche ATCC 11866 d’ A. oryzae avait initialement été sélectionnée en raison de sa production élevée de protéases. Cette propriété pourrait présenter un intérêt commercial ou industriel vu son utilité pour la fermentation, la production d’enzymes, la production de produits chimiques, la biorestauration, la biodégradation, le traitement des effluents industriels, le traitement des eaux usées municipales (notamment les bacs à graisse et les conduites d’égout), le traitement des déchets organiques, la bioabsorption des contaminants environnementaux ainsi que comme probiotique pour les animaux d’élevage et comme organisme hôte pour la production de protéines et d’enzymes recombinées.

Les caractéristiques morphologiques d’A. oryzae ATCC 11866, notamment la petite taille des conidies qui est associée à la virulence, ressemblent davantage à celles d’A. flavus. Toutefois, A. oryzae ATCC 11866 ne semble pas produire d’aflatoxine et est sensible aux principaux antifongiques cliniques utilisés pour traiter l’aspergillose. Il s’agit là des facteurs atténuants qui ont été pris en considération pour la présente évaluation des risques.

Cette évaluation tient compte des caractéristiques d’A. oryzae ATCC 11866 susmentionnées relativement aux effets sur la santé humaine et l’environnement associés à l’utilisation du produit et aux procédés industriels assujettis à la LCPE (1999), y compris les rejets dans l’environnement par l’intermédiaire de flux de déchets et l’exposition humaine fortuite par l’intermédiaire des milieux naturels. Une conclusion établie en vertu de la LCPE (1999) sur cet organisme vivant n’est pas pertinente à une évaluation, qu’elle n’empêche pas non plus, des produits fabriqués à l’aide d’A. oryzae ATCC 11866 ou qui en contiennent, comme le prévoit la Loi sur les aliments et drogues. Afin de mettre à jour les renseignements sur les utilisations actuelles de cette souche, le gouvernement a lancé une enquête pour la collecte obligatoire de renseignements en application de l’article 71 de la LCPE (1999), qui a été publiée dans la Partie I de la Gazette du Canada, le 3 octobre 2009 (avis en vertu de l’article 71). Les renseignements fournis en réponse à cet avis indiquent qu’A. oryzae ATCC 11866 n’a pas été importé ou fabriqué au Canada en 2008. D’après les renseignements disponibles, A. oryzae ATCC 11866 n’est pas actuellement commercialisé au Canada.

D’après les données disponibles, il est suggéré de conclure qu’A. oryzae ATCC 11866 ne satisfait pas aux critères définis à l’alinéa 64a) ou b) de la LCPE (1999), car il ne pénètre pas dans l’environnement en une quantité ou une concentration ou dans des conditions de nature à avoir, immédiatement ou à long terme, un effet nocif sur l’environnement ou sur la diversité biologique ou à mettre en danger ou à risquer de mettre en danger l’environnement essentiel pour la vie. Il est également suggéré de conclure qu’A. oryzae ATCC 11866 ne répond pas aux critères définis à l’alinéa 64c) de la LCPE (1999), car il ne pénètre pas dans l’environnement en une quantité ou une concentration ou dans des conditions de nature à constituer ou à risquer de constituer un danger au Canada pour la vie ou la santé humaine.

Introduction

Conformément à l’alinéa 74 b) de la Loi canadienne sur la protection de l’environnement (1999) (LCPE), les ministres de l’Environnement et de la Santé sont tenus de procéder à l’évaluation préalable des organismes vivants ajoutés à la Liste intérieure des substances (LIS) en vertu de l’article 105 de la Loi, afin de déterminer si lesdits organismes présentent ou sont susceptibles de présenter un risque pour l’environnement ou la santé humaine (d’après les critères énoncés à l’article 64 de la LCPE ).^{Note de bas de page1} A. oryzae ATCC 11866 a été ajouté à la LIS en vertu du paragraphe 25(1) de la LCPE 1988 et à la LIS en vertu du paragraphe 105(1) de la LCPE, car il a été fabriqué ou importé au Canada entre le 1er janvier 1984 et le 1er décembre 1986.

La présente évaluation préalable tient compte des données sur les dangers obtenues du domaine public et de données de recherche non publiées générées par Santé Canada ainsi que des commentaires de pairs scientifiques examinateurs. Des renseignements concernant l’exposition ont été obtenus du domaine public et d’un avis obligatoire publié en application de l’article 71 de la LCPE le 3 octobre 2009 dans la Partie I de la Gazette du Canada. De plus amples renseignements concernant la méthode d’évaluation des risques utilisée sont disponibles dans le document intitulé « Cadre d’évaluation scientifique des risques liés aux micro-organismes réglementés en vertu de la Loi canadienne sur la protection de l’environnement (1999) » (Environnement Canada et Santé Canada, 2011).

La présente évaluation préalable tient compte des données sur les dangers obtenues du domaine public et de données de recherche non publiées ainsi que des commentaires de pairs scientifiques examinateurs. Des renseignements concernant l’exposition ont été obtenus du domaine public et d’un avis obligatoire publié en application de l’article 71 de la LCPE (1999) le 3 octobre 2009 dans la Partie I de la Gazette du Canada. De plus amples renseignements concernant la méthode d’évaluation des risques utilisée sont disponibles dans le document intitulé « Cadre d’évaluation scientifique des risques liés aux micro-organismes réglementés en vertu de la Loi canadienne sur la protection de l’environnement (1999) » (Environnement Canada et Santé Canada, 2011).

Dans le présent rapport, les données spécifiques à Aspergillus oryzae ATCC 11866 inscrit sur la LIS sont indiquées comme telles. Les données propres à la souche sont peu nombreuses et proviennent de cinq sources : le déclarant, l’American Type Culture Collection (ATCC), des données non publiées produites par Santé Canada et deux articles publiés [c.-à-d. de Baens-Arcega et al., (1956), et de Wei et Jong, (1986)]. Des données de substitution provenant de recherches documentaires ont été utilisées lorsque les données propres à la souche n’étaient pas disponibles. Le présent rapport tient compte de données de substitution liées à d’autres souches de l’espèce A. oryzae, ainsi que de données sur l’espèce A. flavus, étant donné que les caractéristiques morphologiques d’A. oryzae ATCC 11866 peuvent rendre son comportement plus apparenté à celui d’A. flavus qu’à celui des autres souches d’A. oryzae. Dans la mesure du possible, les recherches documentaires effectuées sur l’organisme comprenaient des synonymes, des noms communs et des noms périmés. Le cas échéant, les organismes substituts sont identifiés jusqu’au niveau taxonomique fourni par la source. Les recherches documentaires ont été effectuées à l’aide de bases de données de publications scientifiques (c.-à-d. SCOPUS, CAB Abstracts, Google Scholar et NCBI PubMed), de recherches sur le Web et de mots clés de recherche afin de déterminer les dangers pour la santé humaine et l’environnement. Les renseignements recueillis jusqu’en mai 2014 ont été pris en considération dans la présente évaluation préalable.

Décisions provenant de compétences nationales et internationales

Compétences nationales

Selon l’Agence de la santé publique du Canada (ASPC) (communication personnelle; ASPC, 2015), A. oryzae ATCC 11866 fait partie du groupe de risque 1 et est pathogène pour les humains et les animaux terrestres (risque faible pour l’individu, faible pour la collectivité). Au Canada, il n’est pas considéré comme un phytoravageur réglementé par l’Agence canadienne d’inspection des aliments (ACIA) (communication personnelle; ACIA, 2013).

A. oryzae, synonyme taxonomique d’Aspergillus flavus var. oryza, figure dans la Base de données sur les ingrédients des produits de santé naturels (BDIPSN) et est utilisé en médecine ainsi que comme matière source de l’alpha amylase, de la catalase, de la cellulase, de la protéase fongique, de la glucoamylase, de l’hémicellulase, de la lactase, de la leucyl-aminopeptidase, de la diastase du malt, de l’oligopeptidase B, de la polygalacturonase, de la protéase et de la lipase (BDIPSN, 2015). A. oryzae figure dans la Base de données sur les ingrédients des produits de santé naturels comme ingrédient médicinal parmi les produits de santé naturels actuellement homologués (PSN), mais ces produits ne devraient pas contenir ou fournir de cellules vivantes d’A. oryzae, car conformément au Codex des produits chimiques alimentaires (CPCA) et aux données se trouvant dans la BDIPSN, A. oryzae (souche inconnue) est utilisé comme organisme producteur de diverses enzymes entrant actuellement dans la composition de PSN homologués (BDPSNH, 2015; CPCA, 2012).

Compétences internationales

A. oryzae et les enzymes qu’il peut produire sont acceptés comme constituants alimentaires (Barbesgaard et al., 1992). L’Organisation de coopération et de développement économiques (OCDE) a attribué à A. oryzae un statut d’hôte fondé sur les « pratiques appropriées pour les applications industrielles à grande échelle » (OCDE, 1992), et la Food and Drug Administration (FDA) des États Unis a accepté A. oryzae comme organisme receveur sûr aux fins de la production d’enzymes (Olempska-Beer et al., 2006). En vertu de la Toxic Substances Control Act (TSCA), A. oryzae a fait l’objet d’une évaluation des risques dans le cadre du programme de biotechnologie de l’Environmental Protection Agency (EPA) des États-Unis, et cette espèce est incluse comme microorganisme receveur à õ 725,420 (organisme receveur) pour l’exemption progressive (EPA des États-Unis, 1997a; EPA des États-Unis, 1997 b), ce qui autorise son utilisation dans les laboratoires de confinement pour la production d’enzymes et d’acides organiques sans qu’il soit nécessaire d’informer l’EPA des États-Unis.

1. Évaluation du danger

1.1 Caractérisation d’Aspergillus oryzae

1.1.1 Identification taxonomique et historique de la souche

Nom binomial : Aspergillus oryzae

Désignation taxonomique

• Règne : Fungi
• Embranchement : Ascomycota
• Classe : Eurotiomycetes
• Ordre : Eurotiales
• Famille : Trichomaceae
• Genre : Aspergillus
• Sous-genre : Circumdati
• Section : Flavi
• Espèce : oryzae (Ahlburg) Cohn 1884, anamorphe
• Souche : ATCC 11866 (équivalent à NRRL A-5777)

Synonymes et noms communs

Synonymes les plus courants associés à A. oryzae comprennent : A. flavus Link 1809 (Roskov et al., 2014); A. flavus var. oryzae (Kurtzman et al., 1986); et Eurotium oryzae (Machida et al., 2008). Une liste plus détaillée des synonymes est disponible dans le Catalogue of Life (Roskov et al., 2014).

L’espèce A. oryzae peut être décrite par le nom commun de « moisissure koji » (Machida et al., 2008). A. oryzae ATCC 11866 est également appelé

« la souche philippine » de l’A. oryzae (Baens-Arcega et al., 1956).

Historique de la souche : À l’origine, A. oryzae ATCC 11866 a été isolé comme contaminant de l’air intérieur de l’Institute of Science and Technology à Manille, aux Philippines, et a été déposé auprès de l’ATCC par L. Baens-Arcega (Baens-Arcega et al., 1956). La souche a suscité de l’intérêt en raison de sa forte activité protéasique et de son utilisation possible dans la production de sauce soya avec de la farine de copra (sous-produit de la noix de coco). L’isolat a été identifié comme une souche typique d’A. oryzae par D. I. Fennell et C.W. Hesseltine de l’Agricultural Research Service du Département de l’Agriculture des États-Unis, à Peoria, en Illinois, après qu’il ait été envoyé à l’ATCC aux fins d’identification. Aucun renseignement quant à la méthode d’identification de l’isolat comme A. oryzae n’a été fourni.

1.1.1.1 Caractéristiques phénotypiques et moléculaires

A. oryzae est un champignon filamenteux aérobie qui appartient à la section Flavi d’Aspergillus, lequel est communément appelé le groupe A. flavus. Ce groupe comprend également Aspergillus sojae, Aspergillus tamarii, Aspergillus flavus, Aspergillus parasiticus et Aspergillus nomius. À l’origine, le groupe A. flavus comprenait neuf espèces et deux variétés qui se distinguaient par la couleur et l’ornementation des têtes conidiennes (Raper et Fennell, 1965). À l’heure actuelle, le groupe A. flavus comprend 18 espèces acceptées (article de synthèse de Samson et al., 2006).

A. oryzae est le nom donné aux souches domestiquées d’A. flavus utilisées comme moisissures koji au Japon et en Chine pour la fermentation de produits du riz et du soja (Barbesgaard et al., 1992). Il se pourrait qu’A. oryzae soit apparu comme un variant naturel d’A. flavus après une culture successive à long terme sur Oryza sativa (riz) (Wicklow, 1984a). La domestication aurait probablement réduit la pression sélective requise pour qu’A. flavus maintienne ses gènes associés à la formation et à la dispersion de spores ainsi que ceux liés à la production d’aflatoxines (Jorgensen, 2007), ce qui a donné lieu à une sporulation rare, un mycélium aérien floconneux et la production de peu de sclérotes ou l’absence de production de sclérotes (Chang et Ehrlich, 2010). En outre, la perte ou l’inactivation de ces gènes causée par la domestication a entraîné des différences morphologiques entre les espèces du type domestique et sauvage, soit : des différences liées à la texture des colonies, à la longueur et à la texture du conidiophore, à la texture des conidies et à la disposition des stérigmates ainsi que la perte de certaines capacités métaboliques, comme la production d’aflatoxines (Barbesgaard et al., 1992; Kurtzman et al., 1986; Wicklow, 1984a). Toutefois, l’absence de production d’aflatoxines ne constitue pas à elle seule un critère pour différencier A. oryzae d’A. flavus, puisque certaines souches d’A. flavus ne produisent pas d’aflatoxines (Jorgensen, 2007).

Étant donné que les deux espèces sont presque identifiques sur le plan génétique, il a été suggéré de reclasser A. oryzae comme une variante d’A. flavus (article de synthèse de Blumenthal, 2004). Les deux espèces restent difficiles à distinguer d’après leurs caractéristiques morphologiques, physiologiques ou génotypiques (Jorgensen, 2007). Selon Ehrlich (2008), il devient clair qu’A. oryzae n’est pas une espèce distincte, mais plutôt un groupe de variantes non aflatoxigènes d’A. flavus. Néanmoins, A. oryzae continue d’être classé comme une espèce différente pour des raisons économiques et des questions de salubrité alimentaire (Chang et Ehrlich, 2010).

Vu le lien étroit entre A. oryzae et A. flavus, les données sur les deux espèces sont examinées dans le présent rapport.

Morphologie

Comme pour de nombreux champignons, la taxonomie des espèces du genre Aspergillus est principalement fondée sur des caractéristiques morphologiques. La morphologie du conidiophore ainsi que la terminologie connexe utilisée pour l’identification des espèces du genre Aspergillus sont présentées à la figure 1-1.

Malgré des différences morphologiques subtiles, A. oryzae et A. flavus possèdent un large éventail de caractéristiques communes. Par conséquent, plusieurs caractéristiques doivent être utilisées simultanément pour bien les différencier (Barbesgaard et al., 1992; Klich et Pitt, 1988). En ce concerne les différences morphologiques :

• Raper et Fennell (1965) se sont servis du changement de couleur chez les colonies âgées afin de différencier A. oryzae d’A. flavus.
• La clé d’identification de Murakami (1971) permet de distinguer les espèces en fonction du diamètre des conidies et de leur couleur sur un milieu réactionnel contenant de l’aldéhyde anisique.
• Comparativement à A. flavus, A. oryzae présente une sporulation réduite, des conidiophores et des conidies moins rugueux et de taille plus variable (habituellement plus grands). A. oryzae produit également un mycélium aérien floconneux, ne produit pas d’aflatoxines, et la plupart des souches ne produisent pas de sclérotes (Jorgensen, 2007; Kurtzman et al., 1986; Wicklow, 1984a).

Les caractéristiques morphologiques de la souche ATCC 11866 inscrite sur la LIS concordent avec celles du groupe de moisissures jaune-vert qui appartiennent au groupe A. flavus. D’après les clés d’identification de Raper et Fennell (1965), les caractéristiques du groupe A. flavus comprennent les suivantes : stérigmates bisériés chez la plupart des espèces; vésicules non clavées; têtes conidiennes jaune-vert vif chez les cultures jeunes, brunissant avec le temps; têtes conidiennes peu radiées; chaînes de spores habituellement séparées, formant parfois des colonnes mal définies; conidiophores habituellement rugueux et incolores. Au moment de l’isolement, Baens-Arcega et al. (1956) n’étaient pas en mesure de déterminer si la souche inscrite sur la LIS appartenait à A. flavus ou à A. oryzae, d’après sa morphologie (tableau 1-1). Selon la longueur et le diamètre des conidiophores, la taille et la forme des vésicules, la façon de colorer la gélose ainsi que l’apparence des têtes conidiennes et des conidies, la souche semblait plus proche d’A. flavus que d’A. oryzae. Par contre, il était impossible de l’identifier avec certitude comme une souche d’A. flavus, car la colonie n’était pas d’un vert aussi foncé que celui de la culture témoin d’A. flavus utilisée. Les données sur lesquelles D.I. Fennell et C.W. Hesseltine se sont appuyés pour identifier l’isolat comme une souche d’A. oryzae ne provenaient pas de Baens-Arcega et al. (1956).

Longue description pour la figure 1-1

La figure montre la partie supérieure d’un conidiophore (la cellule basale n’est pas dans la figure) qui comprend le stipe se terminant dans une vésicule. Sur la vésicule, il y a des structures en forme de flacon appelées phialides ou stérigmates qui peuvent être unisériés ou bisériés. Lorsqu’ils sont unisériés, les phialides sont fixés directement à la vésicule; et lorsqu’ils sont bisériés, ils sont fixés à la vésicule par l’intermédiaire d’une structure appelée métule. Les conidies forment une chaîne dans le haut des phialides.

Tableau 1-1 Comparaison des caractéristiques morphologiques d’A. oryzae ATCC 11866 avec celles de la souche type d’A. oryzae et du représentant de la souche pathogène la plus étroitement apparentée, A. flavus.

^a Données sur A. oryzae ATCC 1101 tirées de Murakami (1971).

^b Données sur A. flavus ATCC 16883 tirées de Christensen (1981).

^c Données sur A. oryzae ATCC 11866 tirées de Baens-Arcega et al. (1956).

^d Données produites par le Bureau de la science et de la recherche en santé environnementale de Santé Canada

S.O. = Sans objet.

Génotype

La grande proximité évolutionnaire des espèces A. flavus et A. oryzae se reflète dans leurs génomes, lesquels sont presque identiques en taille et en contenu génique (Payne et al., 2006). Une comparaison entre A. oryzae et A. flavus en ce qui concerne la séquence des gènes de l’ARNr 18S et 26S et de la région de l’espaceur interne transcrit (ITS) ainsi que des études sur l’hybridation ADN/ADN montrent que les deux espèces sont presque identiques (Nakamura et al., 2011; Kurtzman et al., 1986). L’analyse du polymorphisme de longueur des segments amplifiés (AFLP) ne permet pas de différencier A. oryzae d’A. flavus (Montiel et al., 2003), mais il est possible de le faire avec la digestion SmaI de l’ADN total et l’analyse génomique multilocus (MLSA) de quatre loci biosynthétiques d’aflatoxines (aflR, aflT, norA et vbs) (Klich et Mullaney, 1987; Nakamura et al., 2011).

Le séquençage du génome d’A. oryzae RIB40 a permis de déterminer que la souche possédait un contenu génique élevé associé au métabolisme et au transport (Machida et al., 2005). La souche RIB40 d’A. oryzae est considérée comme représentative de l’espèce (mais il ne s’agit pas d’une souche type), car ses caractéristiques sont typiques des souches industrielles utilisées pour le brassage du saké, y compris sa morphologie, sa croissance, sa production d’amylase et sa forte activité protéasique, lesquelles sont des propriétés importantes pour la fermentation de la sauce soya (Abe et al., 2006). La souche ATCC 11866 inscrite sur la LIS a la même activité protéasique élevée que la souche RIB40, mais nous ignorons dans quelle mesure les autres propriétés de la souche ATCC 11866 sont communes à celles de la souche RIB40 (Baens Arcega et al., 1956). Le séquençage du génome d’A. oryzae ATCC 11866 n’a pas encore été effectué.

1.1.2 Propriétés biologiques et écologiques

À part les travaux de Baens-Arcega et al. (1956) et de Wei et Jong (1986), il n’existe aucune autre publication dans la littérature sur la souche ATCC 11866 qui figure dans la LIS. Par conséquent, l’information présentée dans cette section est tirée de données de substitution concernant d’autres membres de l’espèce A. oryzae. La présente section comprend également des données de substitution sur A. flavus, vu qu’il est considéré comme le type sauvage de l’A. oryzae domestiqué (Blumenthal, 2004; Kurtzman et al., 1986); le comportement d’A. oryzae dans l’environnement (c. à-d. en dehors d’un fermenteur) n’est pas bien compris, et sa capacité de réversion (retour au phénotype de type sauvage) n,est pas claire. Il se pourrait que les caractéristiques morphologiques de la souche inscrite dans le LIS (p. ex. petites conidies) rendent son comportement plus apparenté à celui d’A. flavus qu’à celui des autres souches d’A. oryzae, tel qu’il est indiqué ci-après.

1.1.2.1 Présence naturelle

A. oryzae se trouve principalement au Japon et en Chine où il est utilisé de façon intensive dans la fermentation d’aliments. En dehors de ces pays, le champignon peut, à l’occasion, être trouvé dans le sol ou sur des matières végétales en décomposition (Barbesgaard et al. 1992).

Des chercheurs ont également signalé avoir isolé ce champignon :

• de sols cultivés, de prairies et de sols forestiers en Inde, dans l’ex URSS, en Tchécoslovaquie, au Japon, à Tahiti, au Pérou, en Syrie et en Italie, de l’air aux États-Unis et dans les îles Britanniques (article de synthèse de Domsch et al., 1980) et de sols agricoles aux États-Unis (Mothapo et al., 2013);
• de feuilles de caféiers sauvages en Colombie (Vega et al., 2010), de semences d’oignon au Soudan (El-Nagerabi et Abdalla, 2004) ainsi que de plantes médicinales et d’épices importées de l’Inde (Aziz et al., 1998);
• de grains de maïs et d’aliments pour volailles entreposés au Nigéria (Adebajo, 1992; Amadi et Adeniyi, 2009) ainsi que de grains de blé entreposés en Égypte (Atalla et al., 2003);
• de l’air intérieur de meuneries, de poulaillers et de porcheries (Lugauskas et al., 2004);
• du sol et de la rhizosphère de mangroves en Inde (Behera et al. 2012; Gayatri et Hasmukh, 2013);
• d’une zone de la mer Méditerranée polluée par des eaux usées (El Kassas et El-Taher, 2010);
• d’une algue marine (Qiao et al., 2010);
• d’un coléoptère Chilocorus bipustulatus et d’une légionnaire de la betterave Spodoptera (Laphygma) exigua en Israël (Kenneth et Olmert, 1975).

Néanmoins, certains spécialistes affirment qu’il n’existe pas de souches sauvages d’A. oryzae, et que ces isolats provenant de l’environnement appartiennent en réalité à l’espèce A. flavus, qui est répartie dans le monde entier, dans le sol et la litière (Horn, 2003; Wicklow, 1984a). A. flavus se trouve habituellement à des latitudes tropicales et subtropicales, et rarement au dessus des 45 degrés de latitude (Klich, 2007; Klich, 2002). Les sols contenant de fortes concentrations de matières organiques ainsi que du nitrate, du phosphate et du potassium en abondance sont associés à des populations élevées d’A. flavus (Zablotowicz et al., 2007), qui est également commun en milieu marin (Zuluaga-Montero et al., 2010).

A. flavus a été isolé de divers habitats terrestres, aquatiques et marins. Les sources terrestres desquelles l’espèce a été isolée comprennent le coton (Klich, 1986), le maïs (Shearer et al., 1992; Wicklow et al., 1998), les plantes et les arbres légumineux (Boyd et Cotty, 2001), les arachides (Pinto et al., 2001), les dattes fraîches (Shenasi et al., 2002), le pollen d’abeille (Gonzalez et al., 2005) et des tissus d’oiseaux et de mammifères (Gallagher et al., 1978). La réalisation d’un relevé sur la diversité globale du fleuve Mahânadi en Inde a montré qu’A. flavus comptait pour 2,5 % des populations fongiques; d’autres espèces dominantes étant A. niger (15 %) et A. vesicolor (9,5 %). On a également été constaté qu’A. flavus se trouvait parmi les principaux champignons associés aux larves, aux pupes et aux adultes du moustique domestique (Culex pipiens) qui ont été prélevés dans un étang d’eau douce en Égypte (Parveen et al., 2011; Badran et aly, 1995). En milieu marin, A. flavus a été isolé d’éponges, de gorgones et de coraux (Zuluaga-Montero et al., 2010). Il a également été trouvé dans des hôpitaux, tout comme A. fumigatus, A. oryzae et A. niger (Allo et al., 1987; Arnow et al., 1991; Buffington et al., 1994; Grossman et al., 1985; Hahn et al., 2002; Humphreys et al., 1991; Iwen et al., 1994; Lai 2001; Leenders et al., 1996; Loo et al., 1996; Lutz et al., 2003; Opal et al., 1986; Pegues et al., 2002; Rotstein et al., 1985; Sherertz et al., 1987; Singer et al., 1998; Thio et al., 2000).

1.1.2.2 Conditions de croissance

Dans des conditions de laboratoire, la croissance optimale d’A. oryzae a lieu à une température se situant entre 32 et 36 °C et à un pH variant de 2 à 8, et l’espèce nécessite des ions de fer et de zinc (éléments traces) pour se multiplier (Domsch et al., 1980). La température optimale pour la croissance d’A. flavus est de 37 °C, mais peut varier de 12 à 48 °C (Hedayati et al., 2007). La méthode de culture recommandée pour A. oryzae ATCC 11866 est une gélose dextrosée à la pomme de terre incubée à 24 °C (ATCC, 2014).

La caractérisation de la cinétique de croissance d’A. oryzae ATCC 11866 a été effectuée par les laboratoires de Santé Canada à différentes températures en milieu liquide (annexe A, tableau A-1). Des essais de croissance sur divers milieux solides ont également été réalisés à 28 °C et à 37 °C (annexe A, tableau A-2). A. oryzae ATCC 11866 peut croître à 37 °C, mais il se multiplie difficilement à 42 °C.

1.1.2.3 Cycle vital, persistance et survie

Aucun cycle sexuel n’a été observé chez A. oryzae (Abe et al., 2006; Jorgensen, 2007). Toutefois, la présence de locus de reproduction, de gènes de recombinaison et de gènes associés à la méiose chez cette espèce indiquent l’existence d’une génération hétérosexuelle qui n’a pas encore été déterminée (Goffeau, 2005; Rokas, 2009). Lorsqu’il se trouve à la forme sexuée, A. flavus se nomme Petromyces flavus (Horn et al., 2009).

Sous sa forme asexuée, A. oryzae produit facilement des spores asexuées (conidies) qu’il libère dans l’air (Barbesgaard et al., 1992; Klich et Pitt, 1988). Même si la sporulation d’A. oryzae est moins dense, ses conidies germent généralement trois heures avant celles d’A. flavus, ce qui pourrait constituer un avantage concurrentiel dans certains milieux, comme c’est le cas pour les procédés de fermentation où les conidies qui germent rapidement peuvent être privilégiées (Wicklow, 1984 b). De plus, les conidies d’A. oryzae sont généralement plus grandes et contiennent donc plus de réserves, ce qui pourrait augmenter la capacité de colonisation de l’espèce et avoir une incidence positive sur sa capacité de compétition. Par contre, cette grande taille pourrait aussi constituer un désavantage pour la dispersion dans la nature et il s’agit peut-être là du plus important facteur de sélection en faveur d’A. flavus dans la nature (Wicklow, 1984b).

La souche ATCC 11866 inscrite dans la LIS possède des conidies se situant dans la plage de grandeurs de celles décrites chez A. flavus, mais elles sont de taille inférieure à celles décrites chez A. oryzae. Ainsi, le comportement de cette souche dans l’environnement devrait ressembler davantage à celui d’A. flavus.

Un vaste éventail de facteurs, y compris la température, le pH, l’activité de l’eau, la présence d’agents de conservation et l’atmosphère gazeuse pourraient avoir une incidence sur la sporulation et la germination des spores des champignons. Chez A. flavus, la sporulation est optimale lorsque l’activité de l’eau (A¬w) se situe entre 0,86 et 0,96 (Vujanovic et al., 2001). Comparativement à certaines espèces d’Aspergillus, de Cladosporium et de Penicillium produisant des mycotoxines, A. flavus pourrait nécessiter plus de temps pour germer à une plus faible Aw (Vujanovic et al. 2001). En outre, la germination des spores d’A. flavus chute de 45 % lorsque la température passe de 37 °C à 41 °C (Pasqualotto, 2009). Aucune germination de spores n’a été observée à 18 ou 12 °C chez A. flavus (Vujanovic et al., 2001).

Toutes les souches d’A. flavus analysées produisent des sclérotes, des structures sphériques durcies à parois épaisses, qui se forment pour que les souches puissent survivre lorsque les conditions sont défavorables (Vujanovic et al., 2001). La majorité des sclérotes d’A. flavus enfouis dans des sols sablonneux aux États-Unis ont survécu au moins 36 mois, tandis que les conidies d’A. flavus ont survécu jusqu’à 24 mois (Wicklow et al., 1993). Bien que la plupart des souches d’A. oryzae, y compris la souche ATCC 11866 inscrite sur la LIS, aient perdu la capacité de produire des sclérotes (examiné dans Wada et al., 2014), certaines souches comme A. oryzae RIB40 produisent des sclérotes de grande taille et en grand nombre (Rank et al., 2012). Dans le cadre d’une étude sur la persistance de cellules vivantes d’A. oryzae CCFC008014 inoculées dans des microcosmes de sol intacts, une quantité réduite d’ADN d’A. oryzae a été observée dans le sol 46 jours après l’inoculation. Après 126 jours, la concentration d’ADN avait diminué d’environ 32 fois par rapport à la concentration observée au jour 2. Des analyses PCR qualitatives et quantitatives ont indiqué que les populations d’A. oryzae avaient initialement diminué en abondance, mais qu’elles avaient survécu à toute la période d’analyse de 126 jours (Hynes et al., 2006). A. oryzae peut survivre dans le sol pendant plusieurs mois, y compris dans des conditions froides, ce qui indique que les souches utilisées dans les applications industrielles pourraient survivre dans des sols hautement compétitifs, et si elles étaient libérées dans l’environnement canadien, elles pourraient persister pendant au moins une saison de croissance (Hynes et al., 2006). Toutefois, les données selon lesquelles A. flavus et A. oryzae sont peu communs au-dessus des 45 degrés de latitude donnent à penser que les populations introduites seraient moins susceptibles de survivre aussi bien à l’hiver pour être maintenues dans diverses régions au Canada. De plus, le maintien d’un nombre élevé de microorganismes introduits à des niveaux supérieurs aux niveaux naturels est peu probable en raison de la concurrence avec les microorganismes naturellement présents dans l’environnement (Leung et al., 1995).

1.1.2.4 Sensibilité aux antifongiques

De façon générale, on note une augmentation du nombre de cas de mycose résistants aux antifongiques chez les humains (Hedayati et al., 2007). Jusqu’à tout récemment, le traitement des aspergilloses reposait principalement sur l’administration d’itraconazole ou d’amphotéricine B, mais d’autres antifongiques, notamment le voriconazole, le posaconazole et la caspofungine, ont depuis été homologués à cette fin (Hedayati et al., 2007). Le profil de sensibilité aux antifongiques d’A. oryzae ATCC 11866 établi par des scientifiques de Santé Canada (tableau 1-2) montre que la souche inscrite sur la LIS est sensible à l’amphotéricine B, à l’itraconazole et au voriconazole, ce qui correspond aux profils de sensibilité signalés pour des isolats cliniques d’A. flavus. Le voriconazole est actuellement tenu pour l’antifongique le plus efficace contre A. flavus (Misra et al., 2011), et le recours à la caspofungine (Denning, 2006; Maertens et al., 2004) et à la terbinafine (Li et al., 2008) a été proposé dans les cas où les autres antifongiques se révèlent inefficaces. La souche inscrite sur la LIS est également résistante à l’anidulafungine, à la caspofungine, au fluconazole et au miconazole, auxquels une résistance a été notée chez des isolats d’A. flavus (Eschertzhuber et al., 2008; Fattahi et al., 2012; Li et al., 2008).

DI : Les données disponibles sont insuffisantes pour démontrer qu’A. flavus constitue une bonne cible pour le traitement par ce médicament.

DI+ : Les données disponibles sont insuffisantes pour démontrer qu’A. flavus constitue une bonne cible pour le traitement par ce médicament, et les valeurs seuils établies pour A. flavus sont en général un cran plus élevée que celles établies pour A. fumigatus.

- : Signifie que les tests de sensibilité ne sont pas recommandés, car cette espèce ne représente pas une bonne cible pour le traitement par ce médicament.

S : Sensible; R : Résistante; N/D : Non disponible.

^a Données du Bureau de la science de la santé environnementale et de la recherche de Santé Canada. Les travaux ont été réalisés à l’aide de la trousse Sensititre de TREK Diagnostic Systems, conformément au protocole recommandé par le fabricant. La CMI a été interprétée comme étant la plus faible concentration produisant un puits de couleur bleue indiquant l’absence de croissance.

^b Valeurs de point de rupture pour les interprétations de la concentration minimale inhibitrice tirées d’EUCAST, 2014.

Au plan structural, les cellules fongiques ciblées par les antifongiques tels que les polyènes, la nystatine et les dérivés azolés sont analogues à certaines composantes des cellules humaines (article de synthèse de Lamb et al., 2000). En conséquence, certains antifongiques sont relativement toxiques pour les humains. Toutefois, certains antifongiques comme les échinicandines (qui comprennent la caspofungine, la micafungine et l’anidulafungine) agissent sur des composantes de la paroi des cellules fongiques qui font défaut chez les humains et comportent donc peu d’effets secondaires (S. Perkhofer, comm. pers.). D’autres traitements moins communément utilisés en remplacement de la thérapie antifongique comprennent le débridement chirurgical des tissus infectés et l’utilisation d’aérosols stéroïdiens. Pour les cas réfractaires, il peut être nécessaire d’associer ces traitements à la thérapie antifongique. Toutefois, ces procédures induisent également des dommages.

1.1.2.5 Pathogenèse

Chez les espèces du genre Aspergillus, la faible taille des conidies est l’un des principaux déterminants de la pathogénécité chez l’humain (Denning, 1998; Speth et Rambach, 2012) et vraisemblablement aussi chez le chien, le cheval et tout particulièrement les oiseaux, car l’inhalation des conidies est la principale voie d’infection chez tous ces organismes (Denning, 1998; Speth et Rambach, 2012). Il est généralement établi que les particules mesurant entre 0,01 et 5 microns de diamètre peuvent être profondément inhalées dans les alvéoles pulmonaires (Witschi et al., 2008). Au sein du genre Aspergillus, les conidies sont plus petites chez les espèces pathogènes que chez les espèces non pathogènes. Celles d’A. flavus mesurent entre 3 et 7,5 microns de diamètre (Christensen, 1981; Larone, 2011), alors que celles d’A. oryzae sont généralement plus grandes et mesurent entre 5 et plus de 6 microns de diamètre. Les conidies de la souche ATCC 11866 inscrite sur la LIS mesurent toutefois entre 4,0 et 4,8 microns de diamètre et se situent donc à l’intérieur de l’intervalle de taille des particules qui peuvent être inhalées profondément dans les alvéoles pulmonaires.

Une fois à l’intérieur des alvéoles pulmonaires, les conidies germent et produisent des hyphes (Denning, 1998). L’extrémité des hyphes sécrète dans les tissus pulmonaires un certain nombre d’enzymes extracellulaires (protéinase aspartique, protéinase à sérine, métalloprotéinase, protéinase alcaline) et des lipases. Ces enzymes agissent comme des facteurs de virulence en dégradant les molécules protéiques et lipidiques complexes de l’hôte, dont les sous-unités sont utilisées comme éléments nutritifs par le champignon. Ce processus entraîne également la digestion de la matrice extracellulaire de l’hôte et facilite la pénétration des tissus (Krishnan et al., 2009). D’autres hydrolases, dont des α-amylases, des pectinases et d’autres protéases et lipases contribuent également à la virulence du champignon (article de synthèse d’Amaike et Keller, 2011). La souche ATCC 11866 inscrite sur la LIS a été sélectionnée à l’origine pour sa forte activité protéolytique, mais il n’est pas clair si cette activité influe sur la virulence du champignon.

Les pectinases produites par les agents phytopathogènes macèrent les tissus des plantes et favorisent ainsi l’invasion des plantes et l’assimilation des éléments nutritifs (article de synthèse de Mellon et al., 2007). La polygalacturonase, P2c, joue un rôle de premier plan dans la macération des tissus hôtes par A. flavus et contribue à la virulence du champignon pour les plantes (article de synthèse de Mellon et al., 2007). D’autres hydrolases telles que l’amylase peuvent dégrader les polysaccharides de réserve des plantes et créer des intermédiaires comme le glucose, le maltose et le maltotriose, qui jouent un rôle dans l’induction de la biosynthèse des aflatoxines (article de synthèse de Mellon et al., 2007). On ignore toutefois si la souche A. oryzae ATCC 11866 inscrite sur la LIS produit ces hydrolases.

L’élastase produite par A. flavus semble également faciliter l’invasion des tissus hôtes, car l’élastine est une composante structurale importante des poumons. Une activité de l’élastase a été décelée chez 19 des 23 souches d’A. flavus isolées de patients humains atteints d’aspergillose invasive (Alp et Arikan, 2008). On ignore toutefois si la souche A. oryzae ATCC 11866 inscrite sur la LIS produit de l’élastase.

A. oryzae possède les gènes codant l’hémolysine (Nayak et al., 2013) et des substances analogues (Bando et al., 2011), et le promoteur d’un de ces gènes possède une activité élevée. Les hémolysines sont des facteurs de virulence potentiels produits par A. terreus et A. fumigatus (Nayak et al., 2011; Wartenberg et al. 2011) qui lysent les érythrocytes et d’autres cellules (Nayak et al., 2011). Aucune activité hémolytique n’a été observée lorsque la souche ATCC 11866 inscrite sur la LIS a été cultivée sur gélose au sang de mouton (annexe A, tableau A-2).

Chez l’humain, l’A. flavus peut synthétiser et libérer un inhibiteur du complément qui inhibe l’activation de la cascade du complément et l’opsonisation qui en résulte par le champignon. L’inhibiteur du complément empêche l’activation de la voie alternative et interfère avec la phagocytose induite par la protéine C3b du complément et la mort des cellules fongiques (article de synthèse de Speth et Rambach, 2012). On ignore toutefois si la souche ATCC 11866 inscrite sur la LIS produit l’inhibiteur du complément.

Diverses espèces du genre Aspergillus, dont A. flavus, produisent du dihydroxynaphthalène (DHN)–mélanine (Thywißen et al., 2011), un pigment qui recouvre les conidies et prévient leur ingestion par les macrophages et les protège de la chaleur, du rayonnement ultraviolet et des valeurs de pH extrêmes (Krishnan et al., 2009). On dispose de peu d’informations sur le DHN-mélanine chez A. oryzae. Les gènes codant la synthèse du DHN-mélanine sont présents dans le génome de la souche A. oryzae RIB40, mais leur expression n’a pas été démontrée (Baker, 2008). La présence de ce pigment n’a pas été signalée chez la souche ATCC 11866 inscrite sur la LIS.

Dans le cadre d’essais in vitro visant à déterminer si les cellules d’A. oryzae ATCC 11866 peuvent avoir des effets cytotoxiques et des effets négatifs sur le système immunitaire, des scientifiques de Santé Canada ont démontré que cette souche est non cytotoxique à modérément cytotoxique pour les cellules épithéliales du côlon humain (HT29) et les macrophages (J774A.1) après une exposition de 4 et de 24 heures.

1.1.2.6 Toxigénèse

Il est établi que les espèces du groupe A. flavus produisent des métabolites secondaires, dont des mycotoxines. Les métabolites secondaires sont des composés produits par un organisme qui ne sont pas requis pour une fonction physiologique (c. à d. croissance, développement ou reproduction). Certains de ces métabolites sont présentés ci-après parce certaines sources leur prêtent des effets négatifs. Les mycotoxines, qui constituent un sous-ensemble de métabolites secondaires, sont de petites molécules organiques produites par des champignons filamenteux qui peuvent causer des maladies ou la mort chez les humains et les animaux qui y sont exposés naturellement (Bennett, 1987). Les mycotoxines pénètrent dans la chaîne alimentaire humaine lorsque le champignon croît et libère des toxines dans des aliments tels que les légumes ou les céréales ou lorsque des animaux destinés à l’alimentation ingèrent les toxines dans des aliments pour animaux. Les toxines peuvent également être inhalées avec des spores par des personnes qui manipulent des matières infectées. Une liste des mycotoxines et de certains métabolites secondaires produits par A. oryzae et A. flavus est présentée à l’annexe B (tableau B-1). Dans le cas d’A. oryzae, cette liste comprend l’acide cyclopiazonique, l’acide kojique, la maltoryzine et l’acide 3 nitropropionique (Blumenthal, 2004; Samson et al., 2006). On ignore si la souche ATCC 11866 inscrite sur la LIS produit ces mycotoxines ou d’autres mycotoxines associées au groupe A. flavus, dont l’aflatrème, l’acide aspergillique, l’aspertoxine, la gliotoxine ou la stérigmatocystine (annexe B, tableau B-1).

Certaines souches d’A. flavus produisent des aflatoxines, puissantes mycotoxines carcinogènes réglementées dans de nombreux pays (article de synthèse de Klich, 2007). La souche ATCC 11866 inscrite sur la LIS n’a pas produit d’aflatoxines lors d’essais sur riz, arachide ou milieu YES après une incubation de 8 à 10 jours à 25 °C, alors que des souches d’A. flavus, l’équivalent sauvage d’A. oryzae, en ont produit lorsque soumises aux mêmes conditions (Wei et Jong, 1986). A. oryzae est considéré par certains taxonomistes comme un groupe de souches domestiquées d’A. flavus qui ont perdu la capacité de produire des aflatoxines (Jorgensen, 2007). Chez A. oryzae, une importante variation intraspécifique existe au niveau de la voie de biosynthèse des aflatoxines, depuis la délétion de 0,8 à 1,5 kb du cluster de gènes codant la synthèse des aflatoxines à l’absence de délétion (article de synthèse de Jorgensen, 2007). Chez de nombreuses souches d’A. oryzae, tous les gènes requis pour la biosynthèse des aflatoxines sont présents, mais ils sont inactifs (Chang et al., 1995; Klich et al., 1995; Kusumoto et al., 1998; Lee et al., 2006; Nakamura et al., 2011; Watson et al., 1999). Aucune donnée n’est disponible sur le degré d’intégralité du cluster de gènes codant la synthèse des aflatoxines chez la souche ATCC 11866 d’A. oryzae inscrite sur la LIS.

La production de métabolites secondaires (y compris de toxines) chez A. oryzae varie d’une souche à l’autre et en fonction des conditions environnementales (Park et al., 2008). Les facteurs environnementaux reconnus comme ayant un impact sur la production de toxines par diverses souches d’A. oryzae incluent la température de croissance, la production optimale de toxines étant observée entre 25 et 35 °C; la composition du milieu ou du substrat de croissance; et la durée d’incubation, la production de toxines étant favorisée par des périodes d’incubation plus longues (Adebajo, 1992; Blumenthal, 2004; Jorgensen, 2007). Dans la pratique, la période normale de fermentation Koji est brève (2 à 3 jours), alors que les métabolites secondaires sont normalement produits par A. oryzae après 3 jours d’incubation. La brièveté de la période de fermentation pourrait expliquer en partie pourquoi aucune mycotoxine n’est détectée dans les produits fermentés par cette méthode. Certains métabolites secondaires, dont les acides kojique et cyclopiazonique, pourraient également être dégradés durant le processus de fermentation (article de synthèse de Jorgensen, 2007).

Il est raisonnable de supposer que la souche ATCC 11866 inscrite sur la LIS pourrait produire n’importe quelle des mycotoxines susmentionnées qu’elle est en mesure de produire si elle était relâchée dans des milieux lui offrant des conditions favorables.

1.1.3 Effets

1.1.3.1 Environnement

Comme A. oryzae et A. flavus ne peuvent pratiquement pas être distingués avec la plupart des techniques moléculaires et que la souche inscrite sur la LIS est morphologiquement semblable à A. flavus, les effets environnementaux des deux espèces ont été pris en compte dans la présente évaluation. Les informations disponibles se rapportant à A. oryzae sont présentées en premier, car quelques cas ont été mentionnés dans la littérature. Les informations concernant A. flavus sont présentées par la suite.

A) A. oryzae

Les enzymes sécrétés par A. oryzae (p. ex. xylanase, polygalacturonase, cellulase et α-amylase) peuvent dégrader les parois cellulaires des plantes (article de synthèse de Al-Hindi et al., 2011; Chang et al., 2012b; Um et Walsum, 2010) et permettent au champignon d’agir comme un saprophyte sur les matières végétales en décomposition. Aucune mention d’effets négatifs sur des plantes terrestres ou aquatiques vivantes n’a toutefois été trouvée dans la littérature scientifique.

Bien qu’A. oryzae ne soit pas considéré comme un pathogène animal, quelques cas d’infection ont été signalés. A. oryzae a notamment été incriminé dans un cas de kératomycose spontanée consécutif à une plaie cornéenne chez un cheval (Marolt et al., 1984). Ce champignon a également été associé chez des perroquets à plusieurs cas d’aspergillose spontanée fatale qui ont été confirmés par examen morphologique et histopathologique (Kaplan et al., 1975). Ces perroquets étaient particulièrement vulnérables à l’infection en raison du stress provoqué par leur capture et leur transport jusqu’aux États-Unis et le fait qu’ils étaient atteints de psittacose et traités avec des antibiotiques ou des corticostéroïdes. Des analyses histologiques ont confirmé la présence d’hyphes et de conidies dans leurs tissus pulmonaires (Kaplan et al., 1975). De possibles effets allergiques ont également été signalés chez des animaux (Lugauskas et al., 2004).

A. oryzae a également été décrit comme un parasite de la légionnaire de la betterave (Spodoptera exigua) (Kenneth et Olmet, 1975). Dans le cadre d’essais de pathogénicité (inoculation dans des aliments, pulvérisation de suspensions de spores et saupoudrage de spores), A. oryzae a causé la mort de tous les stades de développement du foreur ponctué des graminées (Chilo partellus) et s’est révélé pathogène pour les chenilles du carpocapse de la pomme (Cydia pomonella) (Gardezi, 2006).

Aucune mention indiquant qu’A. oryzae pourrait avoir des effets négatifs pour des espèces de vertébrés ou d’invertébrés aquatiques n’a été trouvée dans la littérature scientifique.

Comme A. oryzae est très difficile à distinguer d’A. flavus, il est possible que certains des cas susmentionnés lui aient été imputés alors qu’ils avaient été causés par A. flavus.

B) A. flavus

La littérature scientifique fait état de cas d’infection chez de nombreuses espèces d’organismes terrestres et aquatiques par A. flavus :

Plantes

A. flavus est un phytopathogène reconnu qui infecte communément le maïs, les graines de coton, les noix, les oléagineux et les plants d’arachide (article de synthèse de Klich, 2007). Les plantes dont les tissus ont été endommagés par les insectes sont plus vulnérables (article de synthèse de Klich, 2007). Chez le maïs, l’infection à A. flavus entraîne la pourriture de l’épi, tandis que chez l’arachide, elle est responsable d’une maladie connue sous le nom d’aflaroot (formation d’une moisissure jaune sur les semis), qui se manifeste par la chlorose et la nécrose des parties aériennes des plantes, la pourriture des gousses mûres et l’inhibition de la croissance des racines secondaires (article de synthèse de Klich, 2007). Chez le cotonnier, l’infection à A. flavus peut entraîner la pourriture des capsules du coton et l’infection des fibres et causer la maladie des taches jaunes, mais elle touche principalement les capsules soumises à un stress hydrique durant leur maturation (article de synthèse de Klich, 2007).

Les mycotoxines présentes dans les céréales contaminées par A. flavus peuvent endommager les embryons des plantes et causer un échec de la germination ou une réduction de la valeur adaptative des semis (Hasan, 1999). Les résultats d’études d’inoculation expérimentale rapportés dans la littérature indiquent que l’infection à A. flavus compromet la viabilité des graines chez le cotonnier (Klich, 2007), l’arachide (Pitt et al., 1991) et le cèdre de l’Himalaya (Cedrus deodara) (Mittal, 1983) et que cette réduction de la viabilité est accentuée par la présence d’aflatoxines (Klich, 2007).

Aune mention faisant état d’effets négatifs d’A. flavus sur les plantes aquatiques n’a été trouvée dans la littérature scientifique.

Vertébrés

A. flavus est la deuxième plus fréquente cause d’aspergillose aviaire après A. fumigatus et est souvent responsable de la mort de 5 à 10 % des individus dans les troupeaux de volailles (article de synthèse de Richard et al., 1984). La principale voie d’infection à A. flavus chez les oiseaux est l’inhalation de grandes quantités de spores (Richard et al. 1984). Les oiseaux immunodéprimés sont généralement plus vulnérables à l’infection, et le dindon est considéré comme étant plus vulnérable que la poule (Richard et al., 1984). Les jeunes canards et oies sont souvent infectés par A. flavus après avoir été exposés à de fortes concentrations de spores dans les écloseries (Morishita, 2004).

Des éclosions fatales d’aspergillose causées par A. flavus ont été signalées dans des poulaillers commerciaux :

• Une éclosion d’aspergillose trachéale localisée chez un troupeau de poulets Leghorn âgés de 6 à 8 semaines a été associée à des facteurs de santé prédisposants, en particulier l’administration récente d’un vaccin vivant et la présence d’une infection parasitaire concomittante (Barton et al., 1992);
• Une éclosion d’aspergillose disséminée a été signalée chez des poulets à griller immunodéprimés âgés de 5 à 10 semaines (Martin et al., 2007);
• Un cas fatal d’aspergillose pulmonaire à A. flavus a été signalé chez un Grand Éclectus (Eclectus roratus) âgé de 2 ans qui vivait en captivité et ne présentait aucun signe clinique d’infection avant sa mort (Gornatti Churria et al., 2012).

A. flavus a également été incriminé dans des cas de kératomycose chez le cheval. Dans un de ces cas, A. flavus a été isolé de la cornée infectée d’un cheval au Japon. Des hyphes du champignon ont été décelées dans des frottis de cornée (Wada et al. 2013). Des espèces du genre Aspergillus (A. niger, A. flavus et une espèce non identifiée) ont été les isolats les plus fréquemment décelés (64 %) chez des chevaux atteints de kératomycose en Californie (Reed et al., 2013).

Dans certains cas, des animaux infectés par A. flavus ont été traités avec succès avec un antifongique approprié :

• Un cheval atteint d’aspergillose respiratoire a été traité avec succès par administration d’itraconazole (Cafarchia et al., 2012);
• Un cas de kératomycose ulcérative chez un chat possédant des antécédents de conjonctivite causée par le virus de l’herpès du chat et de kératite ulcérative a été traité avec succès par l’utilisation non indiquée sur l’étiquette d’une solution topique de voriconazole à 1 % (Labelle et al., 2009).

Il existe quelques mentions d’infections à A. flavus induites expérimentalement chez des espèces de vertébrés terrestres :

• L’exposition intratrachéale de cailles (Coturnix japonica) âgées de 2 semaines à une dose de 0,1 mL de suspension saline contenant 1,23 x 107 spores/mL a induit des difficultés respiratoires et une anorexie dans les 48 heures suivant l’exposition et une mortalité globale de 25 %. Des lésions macroscopiques et microscopiques caractéristiques de l’aspergillose ont été observées dans les poumons des oiseaux exposés (Pandita et al., 1991);
• L’inoculation de 0,5 mL d’une suspension de culture de spores d’A. flavus contenant 3 × 109 unités formatrices de colonies (UFC)/mL dans l’orbite de lapins immunodéprimés et diabétiques a provoqué une proptose et une grave infection clinique de l’orbite (Mahajan, 1988);
• Aucun signe clinique d’infection n’a été observé jusqu’à 75 jours suivant l’inoculation de 0,5 mL d’une suspension contenant 1.2 × 107 spores d’A. flavus/mL dans les orbites de singes rhésus immunodéprimés ou sains (Mahajan et al., 1978);
• L’inoculation intratrachéale et intraveineuse de deux doses de spores d’A. flavus à deux jours d’intervalle (première dose de 1 × 108 spores dans 10 mL, suivie d’une deuxième dose de 1,5 × 108 spores dans 15 mL) à des chèvres a entraîné des difficultés respiratoires et de la fièvre, et une congestion des poumons, du foie, de la rate, du cerveau et des reins a été notée à l’autopsie (Chattopadhyay et al., 1996).

Aspergillus flavus est ubiquiste en milieu marin, mais son comportement dans les écosystèmes marins demeure largement méconnu (Zuluaga-Montero et al., 2010). Une éclosion d’aspergillose causée par A. flavus et A. niger a été signalée chez des tilapias (Sarotherodon sp.) dans une ferme piscicole du Kenya (Olufemi et al., 1983).

Invertébrés

A. flavus est la plus commune des espèces entomopathogènes du genre Aspergillus (Foley et al., 2014). Cette espèce est associée à différents stades de développement de nombreux insectes et décompose très efficacement leur chitine (Badran et Aly, 1995; Ismail et Abdel-Sater, 1993). Ce champignon est un pathogène facultatif rare de l’abeille domestique (Apis mellifera), chez qui il est le principal responsable de l’aspergillose (ou couvain pétrifié), maladie qui entraîne la momification des larves et l’infection des adultes dans les colonies affaiblies par des facteurs prédisposants (Vojvodic et al., 2011). Chez l’abeille Tetralonia lanuginosa, l’infection à A. flavus peut entraîner la décomposition de jusqu’à 50 % des nymphes et des larves (Mohamed et El-Khadem, 1976 [article en allemand]). Au Nigéria, 10 % des individus d’une population de criquet puant (Zonocerus variegatus) présentant une incidence globale d’infections fongiques de 76 % ont été trouvés infectés par A. flavus (Balogun et Fagade, 2004). Il a également été démontré que le champignon infectait naturellement 6 % d’une population d’une tique tropicale du bétail (Rhipicephalus {Boophilus} microplus) au Mexique (Miranda-Miranda et al., 2012).

L’infection expérimentale de diverses espèces d’invertébrés terrestres par A. flavus à des doses provocatrices non précisées a entraîné les effets suivants :

• Des blattes germaniques adultes (Blattella germanica) sont devenues hypoactives et sont mortes dans les 72 heures suivant leur infection (Kulshrestha et Pathak, 1997);
• Des criquets (Atractomorpha crenulata) ont été atteints de paralysie et frappés d’inertie dans les 5 jours qui ont précédé leur mort après l’inoculation (Mahalingam et Muralirangan, 1996);
• Des œufs de fausse-teigne de la cire (Galleria mellonella) ont été pénétrés et endommagés par le mycélium d’A. flavus au point de protrusion du conidiophore et du mycélium, à l’extérieur du chorion de l’œuf, deux jours après avoir été saupoudrés de spores du champignon (Behnke et Yendol, 1969);
• Deux espèces d’acariens de la famille des Trombidiidae (Trombidium gigas et Dinothrombium giganteum) ont perdu leur coloration écarlate externe et 50 % des individus sont morts dans les cinq jours suivant l’infection (Sannasi, 1968; Sannasi et Amirthavalli, 1970);
• Au total, 38 % des nymphes du petit coléoptère des ruches (Aethina tumida) sont mortes après avoir été exposées dans un contenant à des colonies d’A. flavus sur plaque de gélose (Richards et al., 2005);
• Un taux de mortalité moyen de 85 % a été enregistré chez des reines et des drones sains d’une espèce de termite (Odontotermes obesus) qui avaient été directement exposés à une colonie sporulante d’A. flavus par roulement sur la surface du milieu de culture (Sannasi, 1968).

L’infection expérimentale de diverses espèces d’insectes par exposition à des doses déterminées d’A. flavus a provoqué les effets suivants :

• Toutes les doses orales contenant entre 50 et 25 000 conidies se sont révélées pathogènes pour les abeilles domestiques adultes (Foley et al., 2014);
• L’ingestion par des larves d’abeille domestique (Apis mellifera) de 5 µL d’une suspension contenant entre 1,0 × 105 et 2,0 × 106 spores d’A. flavus/mL a causé une mortalité globale d’environ 58 % à la plus faible dose et d’environ 90 % à la dose la plus élevée (Vojvodic et al., 2011);
• Appliqué par inoculation en surface de 5 µL d’une suspension de spores, A. flavus s’est révélé pathogène pour les larves des guêpes Vespula germanica (5,25 x 107 spores/mL ) et Vespula vulgaris (3,5 x 107 spores/mL) (Glare et al.,1996);
• L’infection de chenilles du ver à soie (Bombyx mori) par application topique d’un volume inconnu d’un inoculant de 1 x 106 conidies/mL a entraîné la mort des chenilles après cinq jours, puis leur momification six jours après l’inoculation (Kumar et al., 2004).

Il est aussi reconnu qu’A. flavus a un impact sur les invertébrés marins et constitue un isolat commun prélevé dans les tissus de gorgones atteintes (Gorgonia ventalina), ce qui indique son rôle potentiel dans l’aspergillose des gorgones (Zuluaga-Montero et al., 2010). Il n’existe aucun rapport scientifique indiquant qu’A. flavus ait des effets négatifs sur les espèces d’invertébrés d’eau douce.

C) Mycotoxicose

La consommation d'aliments ou de nourriture pour animaux contaminés par des mycotoxines peut causer une variété de symptômes, selon le type de mycotoxine, le degré et la durée d'exposition (Kanora et al., 2009), l'espèce animale, son âge, son état nutritionnel et son état de santé au moment de l'exposition à des aliments contaminés (Prelusky et al., 1994).Les mycotoxicoses peuvent avoir une incidence sur un vaste éventail d'espèces animales sensibles (bétail, volaille, poisson) [Marasas et Nelson, 1987; Moss, 1996]. Les grains, les céréales et les produits fabriqués à partir de ces grains sont des sources courantes d'exposition aux mycotoxines (Binder, 2007; Richard, 2007; Sweeney et Dobson, 1998). Les signes provoqués par la consommation de mycotoxines varient selon la quantité ingérée. Dans les conditions au champ, les effets provoqués par la consommation d'une mycotoxine vont d'une réduction de la productivité de l'animal ou de l'immunosuppression, sans manifestation de signes cliniques apparents (Oswald et Comera, 1998 ; Marquardt, 1996). Les signes cliniques apparents sont attribuables à l’ingestion de concentrations élevées. Parmi les signes cliniques d'une intoxication aux mycotoxines, mentionnons la diarrhée, les dommages aux reins et au foie, l'œdème pulmonaire, les vomissements, les hémorragies et les tumeurs (Binder, 2007; Bryden, 2012). Les exemples suivants sont des rapports de cas liés à des mycotoxines produites par A. oryzae et A. flavus retrouvés dans la documentation scientifique :

• Intoxication alimentaire de bovins causée par la maltoryzine produite par une variante d’A. oryzae signalée par Iizuka et Iida (1962). Des effets nocifs potentiels pour la santé chez les animaux d’élevage attribuables à l’allergénicité d’aliments et à l’empoisonnement par des aliments contaminés ont aussi été signalés (Lugauskas et al., 2004; Kharchenko et Yatsyshin, 1984);
• Éclosion d’aspergillose pulmonaire en même temps qu’une aflatoxicose chez une bande de dindonneaux de cinq semaines et un groupe d’oisons de deux semaines liée à la contamination très importante de la litière et des aliments des oiseaux par A. flavus et l’aflatoxine B1 (Okoye et al., 1989);
• Éclosions naturelles à la ferme chez des poulets et des dindes en Ukraine, entre 1979 et 1985, attribuées à des toxines, plus particulièrement l’acide kojique, produit par A. flavus, qui a été isolé du son de blé et de fèves soja écrasées (Burdock et al., 2001).

1.1.3.2 Santé humaine

Infection

Malgré l’utilisation traditionnelle de longue date d’A. oryzae dans la fermentation, aucun cas d’infection n’est associé à l’exposition, sur le lieu de travail ou à domicile, à la souche de fermentation d’A. oryzae. Cependant, des membres de l’espèce A. oryzae ont causé un petit nombre d’infections chez des patients immunodéprimés, rendus vulnérables par les maladies invalidantes ou encore, blessés :

• Un cas mortel d’aspergillose cérébrale chez un éleveur qui avait été blessé lors d’une chute (Ziskind et al., 1958);
• Un épisode de méningite causée par A. oryzae (Gordon et al., 1976; Antinori et al., 2013) chez un toxicomane, qui a ensuite eu une infection à l’œil causée par A. oryzae six ans plus tard (Stenson et al., 1982);
• Une aspergillose sinusienne chez un patient qui suivait des traitements de chimiothérapie contre la leucémie (Byard et al., 1986). Les auteurs signalent deux rapports de cas semblables causés par A. oryzae;
• Un cas d’aspergillose pulmonaire (attribué à une souche d’A. oryzae d’un hôpital de Shanghai) (Liao et al., 1988). L’identification de la souche isolée d’A. oryzae semble problématique;
• Quatre cas d’« aspergillose du moignon bronchique », une complication inhabituelle de la résection pulmonaire au moyen de fils de suture en soie (Sawasaki et al.,1969);
• Deux cas de mycose superficielle de l’oreille externe (Barbesgaard et al., 1992);
• Un cas de péritonite fongique chez un patient immunodéprimé (Schwetz et al., 2007);
• Un cas de kératomycose ulcérative (infection de l’œil) chez un patient piqué à l’œil par une feuille (Sukumaran, 1991).

• Comme il est parfois difficile d’établir la distinction entre A. oryzae et A. flavus, il est possible que, dans les cas susmentionnés, l’agent responsable soit A. flavus, identifié incorrectement comme A. oryzae. A. flavus, qui est considéré comme le type sauvage d’A. oryzae, est un agent pathogène opportuniste pour l’humain, et une infection généralisée est souvent mortelle pour les personnes rendues vulnérables par les maladies invalidantes et les personnes immunodéprimées (Amaike et Keller, 2011). A. flavus est la deuxième cause en importance d’aspergillose après A. fumigatus (Guarro et al., 2010).

  Dans les cas suivants, A. flavus a été identifié comme une cause d’infection chez des patients aux facteurs prédisposants y compris la néphrite, l’urémie, l’hépatite, la cholécystite, la tuberculose, l’hémoptysie, le diabète, la cardiopathie, l’hypertension, la leucémie, le cancer du poumon et les neuroblastomes. Bon nombre de ces patients avaient subi une chimiothérapie, une chirurgie ou une transplantation d’organe dans le cadre de traitements pour une maladie, et par conséquent étaient immunodéprimés ou affaiblis par une maladie invalidante ou ont été exposés à A. flavus lorsque leurs barrières normales à l’infection étaient endommagées par les conditions suivantes :

  • Sinusite invasive causée par Aspergillus (Verschraegen et al., 1997; Xavier et al., 2009);
  • Aspergillose pulmonaire invasive (Russo et al., 2011; Tendolkar et al., 2005; Zhirong et al., 1999);
  • Trachéobronchite invasive, une forme d’aspergillose (Wu et al., 2010);
  • Aspergillome (Khan et al., 1995; Pasqualotto et Denning, 2008);
  • Pneumonie (Offner et al., 2004; Rao et Saha, 2000);
  • Ostéomyélite (Beluffi et al., 2008; Chang et al., 2012a; Chi et al., 2003; Nicolle et al., 2013; Stodulski et al., 2006; Verghese et al., 2009; Zhu et al., 2011);
  • Aspergillose articulaire (Yu et al., 2010);
  • Infection du tunnel d’un cathéter intraveineux (Kriván et al., 2006);
  • Lésions nécrotiques (Galimberti et al., 1998; Koss et al.,2002);
  • Granulomes tuberculoïdes (Galimberti et al., 1998);
  • Otite invasive (Finer et al., 2002);
  • Myosite à Aspergillus (Li et al., 2008);
  • Endocardite (Khan et al., 1997; Shoar et al., 2004);
  • Aspergillose oculaire (Kumar et al., 2013);
  • Infections polymicrobiennes (Eschertzhuber et al., 2008; Frank et al., 1988; Rao et Saha, 2000).

  Des infections nosocomiales associées à A. flavus ont aussi été signalées :

  • Infection des voies respiratoires inférieures (Burwen et al., 2001; Sarubbi Jr. et al., 1982);
  • Stomatite (Myoken et al., 2003);
  • Infection des plaies chirurgicales (Heinemann et al., 2004);
  • Infection d’un greffon vasculaire (Florio et al., 2004);

  Peu de cas d’infection à A. flavus ont été signalés chez des personnes en santé :

  • Sinusite fongique invasive chronique ganulomateuse (Rupa et Thomas, 2013);
  • Sinusite frontale à aspergillose (Panda et Reddy, 2005);
  • Kératomycose (Upadhyay et al., 1980);
  • Sclérite (Howell et al., 2005).

  Allergies

  De multiples rapports scientifiques font état d’allergies provoquées par l’alpha–amylase produite par A. oryzae, qui sont souvent liées à la fabrication du pain, comme dans le cas de l’asthme des boulangers. La pneumopathie d’hypersensibilité chez les brasseurs exposés à A. oryzae a aussi été signalée (Tsuchiya et al., 1993).

  L’apergillose bronchopulmonaire allergique (ABPA) a aussi été associée à A. oryzae. C’est une forme d’aspergillose liée à l’inhalation de spores d’Aspergillus. Cinq cas semblables d’ABPA causés par A. oryzae ont été signalés au Japon relativement à la fabrication de produits à base de fèves soja (Akiyama et al., 1987), et un cas d’ABPA a été communiqué, dans lequel des épreuves immunologiques ont indiqué que tant A. fumigatus qu’A. oryzae étaient impliqués, mais aucun champignon n’a été isolé chez le patient (Kurosawa et al., 1990). Au Japon, on estime que plus de 30 000 personnes sont exposées à des concentrations élevées de spores d’A. oryzae provenant de la fermentation de produits du soja dans les petites entreprises familiales. Compte tenu de cette situation (Akiyama et al., 1987; Kurosawa et al., 1990) soulignent le fait qu’il est surprenant que seulement un petit nombre de cas d’ABPA liés à A. oryzae ait été signalé.

  A. flavus a provoqué une sinusite fongique allergique (Chhabra et al., 1996) et une pneumopathie allergique (Bakri et al., 2010) chez deux patients qui avaient soit des antécédents d’asthme, soit un système immunitaire affaibli par la leucémie. A. flavus a aussi provoqué des réactions allergiques ou d’hypersensibilité en Inde, y compris une rhinosinusite fongique allergique (Taj-Aldeen et al., 2004; Taj-Aldeen et al., 2003) chez des personnes exemptes de facteurs prédisposants.

  Santé Canada a réalisé des essais in vivo avec la souche ATCC 11866 d’A. oryzae en se servant de souris BALB/c comme modèle de l’infection chez l’humain . Dans des expériences répétées où quatre souris BALB/c par horizon temporel ont été exposées à une concentration de 1 x 106 conidies/25 μL par instillation endotrachéale, pendant une durée allant de deux heures à une semaine, aucun changement dans le comportement ou l’apparence physique n’a été observé. De plus, des niveaux significativement élevés de cytokines pro-inflammatoires, IL-1bêta, IL-6, and TNF-alpha (facteur de nécrose tumorale alpha) et KC ont été observés dans les poumons, avec une quantité maximale de quatre à 48 heures après l’exposition, et en baisse pour atteindre les niveaux de contrôle de quatre jours à une semaine après l’exposition. Ces observations ont été accompagnées d’une augmentation des niveaux de granulocytes pulmonaires entre quatre et 48 heures après l’inoculation. Ces résultats indiquent la nature passagère de l’inflammation locale et de sa résolution à l’intérieur d’une semaine; de plus, la disparition de la souche ATCC 11866 d’A. oryzae des poumons a été observée dans les quatre jours après l’exposition, et les poumons sont demeurés clairs après une semaine.

  1.2 Gravité du danger

  Les souches d’A. oryzae sont utilisées depuis longtemps dans la production d’enzymes pour le brassage et la pâtisserie, et le moût d’amorçage koji pour la fermentation de la sauce soja, du miso et du saké (Barbesgaard et al., 1992; Blumenthal, 2004; Jorgensen, 2007). En Europe, jusqu’en 1965, la culture d’A. oryzae se faisait sur des plateaux ouverts, et d’énormes quantité de conidies étaient libérées dans l’environnement (Barbesgaard et al., 1992). Malgré l’utilisation de longue date d’A. oryzae dans la production alimentaire, aucune préoccupation en matière de sécurité n’a été signalée relativement à l’exposition à cet organisme.

  A. oryzae est considéré comme une souche domestiquée du type de l’espèce sauvage A. flavus, et on pense qu’avec la domestication, certains gènes ont été perdus, inactivés ou modifiés relativement à la formation et à la dispersion des spores, la formation du sclérote et à la production d’aflatoxines (Jorgensen, 2007; Kurtzman et al., 1986; Wicklow, 1984a).Ces changements semblent aussi rendre A. oryzae moins dangereux pour les espèces vivantes et les humains dans l’environnement qu’A. flavus; cependant, la souche ATCC 11866 de la LIS (Liste intérieure des substances) possède les caractéristiques plus typiques d’A. flavus. Cela est pertinent, plus particulièrement en ce qui a trait à la taille des conidies, qui dans la souche inscrite sur la LIS pourrait favoriser l’infectiosité pour les organismes chez lesquels l’inhalation est la principale voie d’infection. De plus, comme c’est le cas chez A. flavus, la souche inscrite sur la LIS peut croître à 37 °C. Toutefois, la souche ATCC 11866 inscrite sur la LIS diffère d’A. flavus d’une façon qui réduit la gravité du danger estimé : la souche ATCC 11866 est non hémolytique et non aflatoxigénique.

  Parmi les sources d’incertitude dans l’évaluation du danger, on compte un manque d’information sur la capacité de la souche ATCC 11866 d’A. oryzae à produire des mycotoxines autres que les aflatoxines, un manque de données sur le potentiel des souches d’A. oryzae à acquérir à nouveau les caractéristiques favorisant leur bonne condition et leur infectiosité lorsque soumises à des pressions de sélection présentes dans l’environnement, et l’absence d’un historique d’utilisation sans danger de la souche ATCC 11866 d’A. oryzae.

  Pour prévenir la formation et la consommation de mycotoxines, l'industrie de l'alimentation a mis en place des méthodes de surveillance interne. De la même manière, les organismes de réglementation gouvernementaux, y compris l'Agence canadienne d'inspection des aliments (ACIA), réglementent les niveaux de mycotoxines dans les aliments pour le bétail; le non respect du Règlement de 1983 sur les aliments du bétail de l’ACIA est assujetti aux politiques de conformité et d'application de l'Agence (Bennett etKlich, 2003, ACIA, 2013).

  1.2.1 Environnement

  A. oryzae est impliqué dans un petit nombre d’infections d’animaux, tandis que certains isolats d’A. flavus sont pathogènes pour les plantes, les oiseaux et les insectes, et dans une moindre mesure, pour les mammifères. Dans la majorité des cas signalés de mammifères et d’oiseaux infectés naturellement par A. oryzae et A. flavus, des facteurs prédisposants (problèmes de santé) existaient chez ces organismes qui ont été exposés à de hautes concentrations de spores. Aucun effet nocif n’a été signalé lorsqu’A. oryzae était utilisé comme un agent probiotique chez les mammifères et les oiseaux; par conséquent, l’ingestion d’A. oryzae n’est pas une source d’inquiétude. En cas d’infection, il existe des traitements antifongiques pour les mammifères. Toutefois, il semble que les invertébrés terrestres soient très sensibles à la pathogénicité d’A. oryzae et d’A. flavus.

  Compte tenu du fait que la souche ATCC 11866 inscrite sur la LIS possède des caractéristiques communes avec A. flavus qui pourraient favoriser son pouvoir infectant, (c.-à-d. petites conidies, croissance à 37 °C), mais ne possède pas les autres facteurs déterminants de pathogénicité et de toxicité, et en tenant compte des incertitudes, on estime que la gravité du danger est de niveau intermédiaire, entre celle liée à A. flavus et « typique » d’A. oryzae. Selon des données de substitution relatives aux espèces A. oryzae et A. flavus, la souche ATCC 11866 inscrite sur la LIS peut présente un danger potentiel pour les plantes, les oiseaux, les insectes et les mammifères, plus particulièrement ceux qui sont prédisposés aux infections.

  Par conséquent, selon ces considérations et les incertitudes mentionnées plus haut, la gravité du danger pour l’environnement liée à A. oryzae ATCC 11866 est considérée comme moyenne.

  1.2.2 Santé humaine

  Les dangers liés aux micro-organismes utilisés sur le lieu de travail doivent être classés conformément au Système d'information sur les matières dangereuses utilisées au travail (SIMDUT)

  Malgré l’utilisation sécuritaire de longue date d’A. oryzae dans la production d’aliments (tant pour les produits commerciaux que ménagers), très peu de cas d’infection à A. oryzae ont été signalés chez l’humain. De plus, la température du corps humain (37 °C) est optimale pour la croissance d’A. flavus, mais A. oryzae croît de façon optimale à une température plus faible (34 °C). La souche inscrite sur la LIS peut croître à une température normale, mais non à la température de fièvre (42 °C) du corps humain. La taille des conidies de la souche inscrite sur la LIS pourrait en favoriser l’infectiosité, rapprochant potentiellement le risque posé par cet organisme de celui posé par A. flavus pour les infections pulmonaires. Comme aucun cas de maladie gastrointestinale causée par A. oryzae ou A. flavus n’a été signalé, l’ingestion d’A. oryzae ATCC 11866 n’est pas une source de préoccupation.

  La vaste majorité des maladies liées à A. flavus chez les humaines en santé sont peu sévères, se guérissent d’elles-mêmes et sont habituellement traitables, mais des cas de mortalité ont été signalés chez les personnes immunodéprimées.

  Des essais expérimentaux menés par Santé Canada appuient une estimation plus faible du danger pour un modèle de souris utilisé pour étudier l’infection chez l’humain; aucun effet nocif n’a été signalé à la suite d’une exposition endotrachéale à A. oryzae ATCC 11866. Même si une réaction inflammatoire cytokinique a été observée, elle a été passagère, et A. oryzae a disparu des poumons en une semaine.

  Par conséquent, selon les explications et les incertitudes mentionnées plus haut, la gravité du danger pour la santé humaine liée à A. oryzae ATCC 11866 est considérée comme faible chez les sujets en santé et moyenne pour les personnes immunodéprimées.

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  2. Évaluation de l’exposition

  2.1 Sources d’exposition

  La présente évaluation est axée sur l'exposition à A. oryzae ATCC 11866 à la suite de son utilisation délibérée dans des produits commerciaux ou de consommation et dans les procédés industriels.

  La souche ATCC 11866 d’A. oryzae a été inscrite sur la LIS en 1997 pour son utilisation dans les produits de consommation et commerciaux. En 2007, un questionnaire volontaire a été envoyé à un sous-ensemble de sociétés de biotechnologie importantes au Canada. Les réponses, combinées aux renseignements obtenus d'autres programmes réglementaires et non réglementaires du gouvernement fédéral indiquent que de 10 000 à 100 000 kg de produits pouvant contenir A. oryzae ATCC11866 (formulation et concentration inconnues) ont été importés ou fabriqués au Canada en 2006.

  Pour mettre à jour l’information sur ses utilisations actuelles, le gouvernement du Canada a mené une enquête de collecte obligatoire de renseignements selon l’Avis donné en vertu de l’article 71de la LCPE (1999) (ci-après nommé l’Avis), qui a été publiée dans la Partie I de la Gazette du Canada, le 3 octobre 2009. L'Avis s'appliquait à toute personne qui, au cours de l'année civile 2008 avait fabriqué ou importé la souche A. oryzae ATCC 11866 seule, sous forme de mélange ou dans un produit. Aucune activité commerciale ou de consommation n'a été déclarée pour A. oryzae ATCC 11866 en réponse à l'Avis.

  Les enquêtes menées en 2007 et en 2009 différaient largement tant par leurs objectifs que par leur portée. Dans la présente évaluation, les résultats de l’enquête de 2009 ont servi à estimer l’exposition liée aux utilisations actuelles, car elle exigeait que l’information demandée sur les utilisations des souches de microorganismes inscrits sur la LIS soit fournie, tandis que l’enquête de 2007 visait les produits qui avaient été associés aux microorganismes au moment de leur inscription sur la LIS. Parce que les formulations des produits pourraient avoir changé, l’information recueillie lors de l’enquête obligatoire de 2009 pourrait donc représenter plus fidèlement les utilisations actuelles. Les utilisations signalées dans l’enquête volontaire de 2007 ont aussi été prises en compte dans l’évaluation des utilisations potentielles.

  À l’origine, la souche ATCC 11866 inscrite sur la LIS a été sélectionnée en raison de son activité protéasique élevée. Cette caractéristique pourrait être appliquée dans la préparation de confits pour le tannage du cuir et dans l’hydrolyse de protéines de poisson, d’animaux et de légumes en aliments (Baens-Arcega et al., 1956). Une recherche du domaine public (fiches signalétiques du fournisseur, documentation et brevets) a permis d’obtenir des informations sur les applications suivantes de produits de consommation, commerciaux et industriels d’A. oryzae ATCC 11866 :

  • Utilisation dans l’industrie alimentaire :
    • Procédé de fabrication de la sauce soja ou du miso (Noda,F. 1983, brevet US 4382964 A);
    • Procédé de fabrication de koji solide (Noda, F. 1982, brevet US 4329370 A).

  A. oryzae produit des métabolites divers, ce qui explique l’intérêt commercial de nombreuses industries pour cet organisme, plus particulièrement celles qui touchent la production d’enzymes et la fermentation des aliments. Bien qu’aucune utilisation de la souche ATCC 11866 ait été signalée au cours de l’enquête obligatoire, cette substance peut être achetée de l’ATCC. Comme elle est inscrite sur la LIS et peut donc être utilisée au Canada sans avis préalable, sa commercialisation pourrait constituer un choix intéressant.

  Une recherche dans le domaine public (fiches signalétiques du fournisseur, documentation et brevets) a permis d’obtenir des informations sur les applications commerciales, industrielles et pour la consommation d’A. oryzae ATCC 11866. Ces applications représentent des utilisations potentielles de la souche inscrite sur la LIS, car la souche ATCC 11866 aura probablement en commun des caractéristiques (modes d’action) avec d’autres souches commercialisées d’A. oryzae :

  • Utilisation comme organisme de production pour les substances et/ou les industries suivantes :
    • Enzymes et enzymes recombinantes (Abe et al., 2006) produits chimiques spécialisés, y compris α-amylase, β-galactosidase, β-glucosidase, B-N-acétylhexosaminidase, diatase, lactase, lipase, nucléase, phospholipase A1, protéinase 2A, protéase, ribonucléase, taka-diastase (description de produit A, 2014; Belli et al., 1994, brevet CA 2125793; Bhargava et al., 2005, brevet CA 2566252; Boel et al., 2009, brevet CA 1341593; Foley et Jones 2000, brevet CA 2183745; Hattori et al., 2002, brevet CA 2098421;Huffman 2001, brevet CA 2188280; Kiuchi et Tanaka, 1977, brevet CA 1016092; Kurita et al., 1979, brevet CA 1059051; Riou et Gunata 1999, brevet CA 2326496; Van Den Broek et Affolter 1999, brevet CA 2263947); protéine (lectine propre au fucose) (description de produit B, 2014), extraits de fermentation utilisés dans l’alimentation des animaux (description de produit C, 2014) et biodiesel obtenu par la transformation de lipides (eaux usées d’installations de traitement de pommes de terre) (Muniraj et al,. 2013);
  • Industries asiatiques traditionnelles de fermentation d’aliments, pour produire de la sauce soja, du miso, des boissons alcoolisées et du vinaigre (Kumeda et Asao, 2001; Luh, 1995);
  • Probiotiques chez le porc (Choi et al., 2011), le poulet (Shim et al., 2010), le mouton (Jouany et al., 1998), les vaches laitières (Chiquette, 2009; Miranda et al., 1996) et d’autres ruminants (Yoon et Stern, 1995);
  • Traitement des boîtes à graisse et des conduites d’égout :
    • A. oryzae et d’autres microorganismes sont utilisés pour éliminer les déchets organiques (Higa, T., 1997, brevet CA 2098969);
  • Biorestauration de milieux contaminés par les susbtances suivantes :
    • chrome (Sepehr et al., 2005);
    • substrats organiques dans les eaux usées contaminées par le phénol (Abd El-Moneim et al., 2013; Zhang et al., 2013);
    • polymères de mélanoidine (Chavan et al., 2013);
    • teintures dans les effluents des usines de textile (Corso et Maganha De Almeida, 2009; Corso et al., 2012); and
  • Utilisation de cellules mortes d’A. oryzae dans la biosorption de métaux lourds (Huang et Huang, 1996).

  Les utilisations susmentionnées de cet organisme sont en grande partie industrielles, mais sa capacité de dégradation des déchets organiques en fait une substance d’intérêt potentiel quant à son utilisation dans certains produits de consommation, y compris les nettoyeurs dans le traitement des fosses septiques, les nettoyeurs de tuyaux d’égout et les produits dégraissants.

  2.2 Caractérisation de l’exposition

  2.2.1 Exposition de l’environnement

  L'exposition de l'environnement à A. oryzae ATCC 11866 est considérée comme faible selon les réponses à l'Avis en vertu de l'article 71, qui semblent indiquer que ces souches ne sont plus utilisées au Canada dans les produits commerciaux ou de consommation ou dans les procédés industriels.

  Quoi qu'il en soit, les scénarios d'exposition de l'environnement, dans le cas d'activités commerciales, industrielles ou de consommation impliquant A. oryzae ATCC 11866 ont été pris en considération, ainsi que les propriétés de survie et de persistance de ce microorganisme. En raison de la commercialisation croissante des produits microbiens, dont certains peuvent contenir A. oryzae ATCC 11866, il est probable que l'utilisation et les rejets dans l'environnement de ce microorganisme augmentent (Chatzipavlidis et al., 2013).

  Les utilisations passées et les utilisations futures prévisibles sont décrites à la section 2.1, Sources d'exposition. Elles sont susceptibles d'introduire A. oryzae 11866 dans les écosystèmes aquatiques et terrestres. Par exemple, les utilisations liées à la biorestauration et à la biodégradation supposeraient une application directe de ces espèces dans le sol, et par la suite les précipitations pourraient entraîner A. oryzae 11866 dans les cours d'eau. De plus, l’utilisation éventuelle d’A. oryzae 11866 dans les installations de traitement des eaux usées et dans la production de biocarburants, d'acides organiques ou d'enzymes pourrait mener à un rejet direct dans les cours d'eau.

  L'ampleur de l'exposition des plantes et des animaux à A. oryzae ATCC 11866 dépendra de la nature de l’utilisation, ainsi que de la persistance et de la survie de cette espèce dans l'environnement où il est libéré. Hynes et al. (2006) ont démontré qu’A. oryzae peut survivre quatre mois après son inoculation dans un écosystème expérimental du sol; la capacité de survie d’A. oryzae dans les eaux usées traitées de rejets industriels, probablement en raison de ses conidies résistantes, suggère que cet organisme persiste probablement après son introduction dans des milieux aquatiques (U.S. EPA 1997a ─ Loi sur la protection de l’environnement des États-Unis, 1997a).

  En raison de la grande taille de ses conidies, on considère généralement qu’A. oryzae se disperse moins bien dans la nature qu’A. flavus (Horn, 2003; Wicklow, 1984a); cependant, les conidies d’A. oryzae germent plus rapidement et produisent un mycélium plus étendu que celui de ses espèces apparentées sauvages. Dans un environnement où il est en concurrence avec des souches de type sauvage, il pourrait avoir un avantage compétitif sur les souches de type sauvage, pour l’accès aux substrats disponibles à un site particulier (Wicklow, 1984b). La souche ATCC 11866 inscrite sur la LIS partage un certain nombre de caractéristiques avec A. flavus, comme de plus petites conidies, qui pourraient favoriser sa dispersion dans l’environnement, mais réduire sa compétitivité. En outre, la souche inscrite sur la LIS ne produit pas de sclérote, et cela limite sa capacité de survie dans des conditions défavorables dans le sol, comparativement à A. flavus. Compte tenu du fait qu’A. oryzae et A. flavus sont des espèces peu fréquentes au-dessus de 45 °de latitude, il est peu probable que des populations introduites de ces espèces puissent passer l’hiver et survivre dans de nombreuses régions du Canada.

  2.2.2 Exposition humaine

  L'exposition humaine à A. oryzae ATCC 11866 est jugée faible d'après les réponses à l'Avis en vertu de l’article 71, ce qui indique que cette souche n’était plus utilisée au Canada dans les produits commerciaux ou de consommation et dans les procédés industriels en 2008.

  Quoi qu'il en soit, les scénarios d'exposition humaine, dans le cas d'activités commerciales, industrielles ou de consommation impliquant A. oryzae ATCC 11866 ont été pris en considération. Ces scénarios s'appuient sur les utilisations passées et futures probables décrites à la section 2.1. Si les utilisations éventuelles d’A. oryzae ATCC 11866 se concrétisaient, l'exposition humaine se ferait principalement par contact direct avec des produits de consommation renfermant la souche A. oryzae ATCC 11866. Les contacts avec la peau et l'inhalation de gouttelettes ou de particules pulvérisées sont des voies probables d'exposition directe et d'exposition fortuite à A. oryzae ATCC 11866. Un résidu d’A. oryzae ATCC 11866, qui serait secondaire à l’application d’un produit, sur les surfaces ou dans des réservoirs, comme un canal de drainage traité, pourrait entraîner une exposition dermique; une exposition secondaire pourrait se produire par l’ingestion accidentelle dans les cas où l’organisme persiste sur les surfaces de préparations d’aliments; l’inhalation pourrait se produire dans les cas de production d’aérosols (p.ex. unités servant à jeter les déchets de cuisine), ou dans les cas de formation de spores dans des réservoirs, comme les canaux de drainage traités. Si des produits d’entretien contenant A. oryzae ATCC 11866 étaient utilisés dans des hôpitaux, des cliniques ou des installations de soins de longue durée, cela augmenterait le risque que des personnes sensibles soient exposées à cet organisme. Comme on s’attend à ce qu’A. oryzae ATCC 11866 persiste dans les sites riches en matières organiques à la suite de son application, de telles expositions pourraient survenir plus loin dans le temps par rapport au moment de l’application.

  La population générale pourrait être exposée à A. oryzae ATCC 11866 en tant que simples observateurs au moment de l’application de produits commerciaux contenant cette souche. La voie et la durée de l’exposition dépendront de la nature du produit, de la méthode d’application, de la concentration d’A. oryzae ATCC 11866 dans le produit, de la quantité de produit appliqué et de la proximité de l’observateur du site de l’application, mais on s’attend à ce qu’elles soient de faibles à moyennes de façon générale. La population générale pourrait aussi entrer en contact avec des résidus d’A. oryzae ATCC 11866 en touchant les surfaces traitées au moyen de produits commerciaux.

  Une exposition indirecte à A. oryzae ATCC 11866 dans l'environnement est susceptible de se produire, notamment à la suite de leur utilisation dans le cadre d'activités de biorestauration et de biodégradation, de biolixiviation, de transformation des textiles, de traitement des eaux usées municipales et industrielles, et d'élimination des déchets provenant de leur utilisation dans la production d'enzymes et d'extraits de fermentation. Certaines utilisations dans le traitement des déchets et des eaux usées ou dans certains procédés industriels pourraient mener à l'introduction d’A. oryzae ATCC 11866 dans des plans d'eau. L'exposition humaine à ces souches par les activités de loisir devrait être faible. Les procédés de traitement de l'eau potable peuvent ne pas éliminer ces microorganismes (Sisti et al., 2012), mais l'ingestion de ces microorganismes n'est pas une source de préoccupation. Les microorganismes présents dans les gouttelettes d'eau pourraient être inhalés (dans la douche par exemple) mais seulement en quantités minimes en raison de la dilution et des conditions de croissance d’A. oryzae qui ne sont pas optimales dans l’eau potable.

  En ce qui concerne la voie d’exposition, la principale source de préoccupation pour l’infection à A. oryzae chez l’humain, comme dans le cas d’A. flavus, est l’inhalation de conidies; une inquiétude secondaire est l’infection par contact de la peau lésée ou de blessures et la contamination de solutions intraveineuses et de pansements (Kagen et al., 1983). L’inhalation de spores fongiques en fumant du tabac ou de la marijuana contaminés a été signalée (Amaike et Keller, 2011), mais il s’agit d’une voie d’exposition peu probable associée aux utilisations futures prévisibles d’A. oryzae ATCC 11866.

  Si des activités commerciales, industrielles ou de consommation sont entreprises à nouveau, l'exposition humaine à A. oryzae ATCC 11866 pourrait changer selon les scénarios d'exposition décrits ci-dessus.

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  3. Caractérisation du risque

  La présente évaluation des risques est fondée sur le paradigme intégré à l’article 64 de la LCPE, 1999, selon lequel il doit y avoir un danger et une exposition à ce danger pour qu’il existe un risque. La conclusion de l’évaluation du risque est fondée sur le danger, et sur ce qui est connu au sujet de l’exposition associée aux utilisations actuelles.

  On estime que le risque associé à la souche ATCC 11866 d’A. oryzae est moyen pour l’environnement, et la santé humaine, faible pour les individus en santé, et moyen pour les personnes immunodéprimées. D’après le niveau actuel d’exposition de l’environnement et de l’exposition humaine à A. oryzae ATCC 11866 découlant de son utilisation délibérée dans certains produits commerciaux ou de consommation ou dans les procédés industriels au Canada, on estime que le risque associé à ses utilisations actuelles est faible, tant pour l’environnement que la santé humaine.

  La détermination du risque de l’utilisation actuelle de ce produit est suivie de la considération des risques estimés relativement aux expositions futures prévisibles.

  Risques pour l’environnement associés aux futures utilisations prévisibles

  La présente évaluation conclut que le risque associé à A. oryzae ATCC 11866 est probablement intermédiaire, se situant entre le risque habituellement associé à A. oryzae et celui associé à A. flavus.

  A. flavus est un agent phytopathogène qui infeste communément le maïs, la graine de coton, les noix, les cultures oléagineuses et les plants d’arachide (Klich, 2007). C’est aussi un agent zoopathogène opportuniste qui cause des mycoses, en particulier chez la volaille, mais qui nuit aussi aux insectes, y compris les abeilles et les criquets, et dans les milieux marins, nuit à certains invertébrés, notamment les gorgones.

  Des espèces de plantes et d’animaux sauvages (y compris des oiseaux et des insectes) pourraient être exposées à des concentrations élevées d’A. oryzae ATCC 11866, si cette substance était utilisée dans la biorestauration, la biotransformation ou la biodégradation dans les sites contaminés; cependant, de tels rejets seraient dans des aires déjà contaminées par des composés toxiques comme les teintures de textiles, les phénols et le chrome, qui probablement ont aussi des effets sur les plantes et les animaux, et on s’attend à ce que ces sites aient une petite superficie comparativement à la masse terrestre du Canada. Les récoltes et les animaux domestiques pourraient être touchés, plus particulièrement la volaille, si de tels sites étaient voisins de fermes ou de pâturages, mais il est prévu que cette situation serait extrêmement rare.

  Des animaux aquatiques ou marins pourraient accidentellement être exposés à A. oryzae ATCC 11866 par le biais de son utilisation dans le traitement des eaux usées, de ruissellement, qui est associée à l’application terrestre ou au rejet des effluents industriels. A. oryzae pourrait persister et survivre dans le milieu aquatique en raison de ses conidies; cependant, aucun effet nocif n’est mentionné dans la documentation concernant les espèces d’eau douce. Dans le milieu marin, peu d’effets ont été observés chez les gorgones et les poissons des installations de mariculture; il est peu probable que même ces effets découlent des utilisations commerciales de produits d’A. oryzae, car on s’attend à ce que leur utilisation soit modérée et à la dilution des conidies dans les eaux réceptrices. En outre, le climat canadien limiterait la survie des conidies dans les eaux réceptrices.

  Par conséquent, l’utilisation d’A. oryzae ATCC 11866 dans les activités de biorestauration, de biodégradation et le traitement des eaux usées ou dans les procédés industriels n’aura probablement pas d’effet important sur les populations terrestres et aquatiques et sur les tendances pour l’ensemble d’un écosystème ou d’une écozone, et le risque découlant des utilisations futures prévisibles demeure faible.

  Risques pour la santé humaine associés aux futures utilisations prévisibles

  A. flavus est considéré comme un agent pathogène opportuniste qui provoque une multitude d'infections, y compris des infections des poumons, des sinus, de la peau, des os, des yeux, des oreillles, du coeur et des infections systémiques.

  Les utilisations industrielles ne représentent pas une source de préoccupation importante du point de vue de la santé humaine; cependant, sa capacité de dégradation dans les déchets organiques fait d’A. oryzae ATCC 11866 un agent d’intérêt potentiel dans l’utilisation de certains produits de consommation, y compris dans le traitement des fosses septiques, les nettoyeurs de conduites de tuyaux et les dégraissants. Des personnes sensibles pourraient être exposées à A. oryzae ATCC 11866 au cours de l’application de produits de consommation contenant cette souche ou lors de contact avec des surfaces ou des réservoirs contaminés, comme des conduites de tuyaux. Si des produits d’entretien contenant A. oryzae ATCC 11866 étaient utilisés dans des hôpitaux, des cliniques ou des installations de soins de longue durée, cela augmenterait le risque que des personnes sensibles y soient exposées et que les instruments médicaux deviennent contaminés. On s’attend à une augmentation de ces risques avec la croissance du marché de produits nettoyage « écologiques » à base de produits microbiens (Spök et Klade, 2009; Vandini et al., 2014), et par conséquent, le risque associé aux utilisations futures prévisibles d’A. oryzae ATCC 11866 est considéré comme moyen pour la santé humaine.

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  4. Conclusion

  Selon l’information présentée dans l’évaluation préalable, on conclut qu’A. oryzae ATCC 11866 ne pénètre pas dans l'environnement en une quantité ou concentration ou dans des conditions de nature à :

  • avoir, immédiatement ou à long terme, un effet nocif sur l’environnement ou sur la diversité biologique;
  • mettre en danger ou à risquer de mettre en danger l'environnement essentiel pour la vie ;
  • constituer ou risquer de constituer un danger au Canada pour la vie ou la santé humaine.

  Il est donc proposé qu’A. oryzae ATCC 11866 ne satisfait pas aux critères prévus à l'article 64 de la LCPE (1999).

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  Annexes

  Annexe A : Croissance d’Aspergillus oryzae ATCC 11866 dans divers milieux

  Tableau A-1 Croissance d’A. oryzae ATCC 11866 en milieu liquide à diverses températures ^a

  Milieu	28 °C	32 °C	37 °C	42 °C
  Milieu liquide Sabouraud	+	+	+	~
  Sérum de fœtus de bovin à 100 %	~	+	+	-
  Milieu Eagle modifié de Dulbecco (culture de cellules de mammifères)	(+)	(+)	(+)	–
  Sérum de sang de mouton à 10 %	~	~	~	-

  – = aucune croissance; + = croissance; ~ = croissance de faible niveau; (+) = croissance retardée (après15 h)

  ^a Données produites par le Bureau de la science de la santé environnementale et de la recherche de Santé Canada. La croissance d’Aspergillus oryzae ATCC 11866 dans un bouillon de culture, telle que mesurée par l’augmentation de l’absorbance à 500 nm, dans quatre milieux de culture différents à diverses températures : les mesures ont été prises à tous les 15 minutes sur une période de 24 heures à l’aide d’un spectrophotomètre à cuves multiples.

  Tableau A-2 Caractéristiques de croissance d’A. oryzae ATCC 11866 sur milieu solide à diverses températures ^a

  Milieu	28 °C	37 °C
  Croissance sur gélose de sang b	+	+
  Hémolyse sur gélose de sang b	-	-
  Gélose de Czapek c	+	+
  Gélose pour épreuve dermatophyte d	-	-
  Gélose Mycosel e	-	-
  Gélose dextrosée à la pomme de terre f	+	+
  Gélose de Sabouraud dextrose g	+	+
  Gélose de Staib (graines pour oiseaux) h	+	+
  Gélose de levures et de moisissures i	+	+

  (+) = positif pour la croissance; (-) = négatif pour la croissance

  ^a Données produites par le Bureau de la science de la santé environnementale et de la recherche de Santé Canada.

  ^b Gélose de sang de mouton. Pour détecter la lyse des cellules sanguines (hémolyse).

  ^c Une gélose Czapek-Dox est recommandée dans le manuel Standard Methods for the Examination of Water and Wastewater pour l’isolement des Aspergillus, Penicillium, Pæcilomyces et autres types de champignons présentant les mêmes besoins physiologiques (Hardy Diagnostics).

  ^d Gélose pour épreuve dermatophyte. Milieu sélectif utilisé pour l’isolement des champignons pathogènes des spécimens cutanés.

  ^e Gélose Mycosel. Pour l’isolement des champignons pathogènes sur des matériaux colonisés par une vaste flore et d'autres champignons et bactéries.

  ^f Gélose dextrosée à la pomme de terre. Utilisée pour la culture et l’isolement des levures et des moisissures.

  ^g Gélose de Sabouraud dextrose. Milieu standard utilisé pour l’isolement et le maintien de nombreux champignons couramment utilisés en milieu clinique.

  ^h Gélose de Staib (graines pour oiseaux). Pour l’isolement sélectif de Crytococcus neoformans des autres levures.

  ⁱ Gélose de levures et de moisissures. Pour la culture de levures, de moisissures et d’autres microorganismes acidophiles.

  Annexe B : Métabolites secondaires produits par Aspergillus oryzae et Aspergillus flavus

  Tableau B-1 Liste de toxines et de métabolites secondaires produits par Aspergillus oryzae/flavus

  Toxines	Actions
  Aflatoxine (AF)	Produite par certaine souches d’A. flavus (Klich, 2007). Multiples formes : B1, B2, G1, G2, M1 et M2, qui diffèrent légèrement par leur structure (Amaike et Keller, 2011). Présence associée à la contamination des récoltes et des aliments pour animaux (Adebajo, 1992; Jaime-Garcia et Cotty, 2004). Chez la souris, l’aflatoxine B1 diminue la synthèse d’ADN dans les cultures de lymphocytes, les leucocytémies périphériques, l’ADN, la synthèse des protéines et de l’ARN dans les lymphocytes spléniques, et les lymphocytes suppresseurs en réponse à la concanavaline A, suggérant un effet direct et complexe sur les lymphocytes (Reddy et Sharma, 1989). L’apport quotidien d’une faible dose d’aflatoxine peut causer une intoxication chronique à l’aflatoxine entraînant l’anorexie, un retard de croissance, l’immunosuppression et le potentiel de développement du cancer du foie (Amaike et Keller, 2011). L’intoxication aiguë par l’aflatoxine à fortes doses peut causer la mort chez les humains et les animaux (Amaike et Keller, 2011). A. oryzae ATCC 11866 ne produit pas d’aflatoxine (Wei et Jong, 1986).
  Aflatrème	Produit par certaines souches d’A. flavus (Nicholson et al., 2009). Puissante toxine trémorgénique, qui fait partie d’un groupe de métabolites fongiques secondaires connus sous le nom d’indoles-diterpènes (Nicholson et al., 2009). Chez la souris, des doses de gavage entre 0,5 g à 1,0 mg de toxine partiellement purifiée ont provoqué des tremblements, et lorsque la dose était augmentée pour passer à 2 mg, ces tremblements étaient suivis de convulsions. Des doses plus faibles ne produisaient aucun effet ou de faibles tremblements pour une courte durée (Wilson et Wilson, 1964). Aucune information disponible sur la DL50 (dose létale). Il n’existe aucune indication sur le fait qu’A. oryzae ATCC 11866 produit cette mycotoxine.
  Acide aspergillique	Produit par certaines souches d’A. flavus (Masaki et al., 1966). Métabolite secondaire dérivé de l’hydroxypyrazine ayant des propriétés bactéricides (Masaki et al., 1966). Provoque une toxicité aiguë grave chez la souris à 150 mg/kg (intrapéritonéale); toutefois, aucune indication de toxicité chronique à des doses sublétales, contrairement aux aflatoxines (MacDonald, 1973). Aucune information disponible sur la DL50 (dose létale). Il n’existe aucune indication quant au fait qu’A. oryzae ATCC 11866 produit de l’acide aspergillique.
  Aspertoxine	Produit par certaines souches d’A. flavus (Rodricks et al., 1968). Dérivé hydroxylé d’un autre métabolite produit par A. flavus, nommé O-méthylstérigmatocystine. Sa structure ressemble à celle de l’aflatoxine M1, l’aflatoxine B1 et la stérigmatocystine (Rodricks et al., 1968). Aucune information disponible sur la DL50 (dose létale). Il n’existe aucune indication sur le fait qu’A. oryzae ATCC 11866 produit de l’aspertoxine.
  Acide cyclopiazonique	Produit par certaines souches d’A. flavus et d’A. oryzae (Benkhemmar et al., 1985; Chang et al., 2009; Matsudo et Sasaki, 1995; Tokuoka et al., 2008). Présence associée à la contamination des récoltes et des aliments pour animaux (Chang et al., 2009; Gallagher et al., 1978). Effet neurotoxique induit par un acide indole tétramique (Chang et al., 2009). Cause l’inhibition de la Ca²⁺-ATPase, ce qui à son tour, entraîne la perte de fonction du réticulum sarcoplasmique (réticulum endoplasmique des cellules lisses) (Blumenthal, 2004). DL50 (dose létale) : 2 mg/kg chez le rat (intrapéritonéale); 13 et 64 mg/kg chez la souris(intrapéritonéale et orale); et 12 mg/kg chez le poulet (voie orale) (Blumenthal, 2004). A entraîné une leucocytose et des lésions dans le tube digestif, le foie et les reins de porcs (dose sans effet observé ─ DSEO ─ entre 0,1 et 0,01 mg/kg). L’altération de la fonction rénale ou hépatique n’a pas été déterminée (Lomax et al.,1984). Certaines souches d’A. oryzae utilisées dans la fermentation d’aliments sont capables de produire de l’acide cyclopiazonique (Chang et Ehrlich, 2011; Orth, 1977), mais dans l’ensemble, la domestication a probablement entraîné une perte des voies de biosynthèse pour l’acide cyclopiazonique, car il n’a aucune valeur adaptive pour le champignon dans les conditions de domestication (Wicklow, 1984a). Il n’existe aucune indication sur le fait qu’A. oryzae ATCC 11866 produit de l’acide cyclopiazonique.
  Gliotoxine	Produit par certaines souches d’A. flavus (Hedayati et al., 2007). Toxine aux propriétés immunosuppressives (Mullbacher et al., 1985; Sutton et al., 1994). Inhibe les fonctions cellulaires des macrophages et des polymorphonucléaires et la génération de lymphocytes T cytotoxiques alloréactifs ; inhibe le facteur de transcription des cellules B activées; toxique pour les mitochondries en réduisant la production d’ATP, ce qui entraîne l’apoptose (Pardo et al., 2006). DL50 (intrapéritonéale) : 25 mg/kg chez la souris (Johnson et al., 1943; Vigushin et al., 2004). Il n’existe aucune indication sur le fait qu’A. oryzae ATCC 11866 ou toute autre souche d’A. oryzae produit de la gliotoxine.
  Acide kojique	Produit par certaines souches d’A. oryzae et d’A. flavus (Blumenthal, 2004; Manabe et al., 1984). Inhibe la mélanose en empêchant la fixation de l’oxygène requis pour la réaction de brunissement enzymatique (Burdock et al., 2001). Inhibe l’oxydation des acides aminés D, de la xanthine, de la L-phénylalanine et de la L-méthionine dans le foie des rats in vitro et inhibe la 4-nitroanisole O-déméthylation in vitro et in vivo chez Helicoverpa zea (ver de l’épi du maïs) et Spodoptera frugiperda (légionnaire d’automne) (Burdock et al., 2001). Propriétés insecticides, antibactériennes et antifongiques (Chaves et al., 2012). Peut causer la toxicité chez la souris, le rat, le chien et la volaille (Burdock et al., 2001). DL50 (intrapéritonéale) : 250 mg/kg chez la souris (Blumenthal, 2004). Considéré comme un contaminant et présent à des niveaux négligeables dans les aliments fermentés. La période d’incubation pour le saké, le shoyu et le miso est d’environ deux jours, et aucun acide kojique n’est présent à ce moment (Tanaka et al., 2002). Il n’existe aucune indication sur le fait qu’A. oryzae ATCC 11866 produit de l’acide kojique.
  Maltoryzine	Produit par A. oryzae var. microsporus et potentiellement par un très petit nombre d’autres souches d’A. oryzae (Ciegler et Vesonder, 1983). Hautement toxique pour les vaches laitières (Iizuka et Iida, 1962). DL50 (souris) : 3mg/kg et cause le narcotisme musculaire (Iizuka et Iida, 1962). Il n’existe aucune indication sur le fait qu’A. oryzae ATCC 11866 produit de la maltoryzine.
  Acide 3-nitropropionique	Produit par certaines souches d’A. oryzae (Blumenthal, 2004) et d’A. flavus (Doxtader et Alexander, 1966). Considéré comme neurotoxique, car il inhibe de façon irréversible la succinate-déshydrogénase (Blumenthal, 2004). Peut nuire au métabolisme énergétique, causer l’excitotoxicité (apoptose neuronale) et le stress oxydatif chez le rat et la souris (Doxtader et Alexander, 1966; Kim et Chan, 2002). DL50 : 67 mg/kg chez le rat (intrapéritonéale); 22 mg/kg chez le rat (sous-cutanée); 140 et 50 mg/kg chez la souris (intrapéritonéale); 68,1 mg/kg chez la souris (voie orale); et 25,1 mg/kg chez le poulet (orale) (Blumenthal, 2004). Il n’existe aucune indication sur le fait qu’A. oryzae ATCC 11866 produit de l’acide 3-nitropropionique.
  Stérigmatocystine	Produite par certaines souches d’A. flavus (Hedayati et al., 2007). Produit intermédiaire dans la synthèse d’aflatoxine (Blumenthal, 2004). Cause la formation de tumeurs pulmonaires chez la souris, d’hépatomes (tumeurs au foie) chez le rat après l’administration par voie orale, ainsi que des tumeurs cutanées et des hépatomes chez le rat après l’application sur la peau, et par conséquent, cette substance est considérée comme cancérogène chez la souris et le rat (IARC, 1976). DL50 : chez la souris (orale) 166 mg/kg chez le mâle (diméthylformamide comme véhicule) et 120 mg/kg chez la femelle (huile de germe de blé comme véhicule); DL50 (intrapéritonéale) chez le mâle : 60 et 65 mg/kg en utilisant respectivement du diméthylformamide et de l’huile de germe de blé comme véhicule (Purchase et Van der Watt, 1969). Il n’existe aucune indication sur le fait qu’A. oryzae ATCC 11866 produit de la stérigmatocystine.

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Date de modification :

2017-05-10